авторефераты диссертаций БЕСПЛАТНАЯ БИБЛИОТЕКА РОССИИ

КОНФЕРЕНЦИИ, КНИГИ, ПОСОБИЯ, НАУЧНЫЕ ИЗДАНИЯ

<< ГЛАВНАЯ
АГРОИНЖЕНЕРИЯ
АСТРОНОМИЯ
БЕЗОПАСНОСТЬ
БИОЛОГИЯ
ЗЕМЛЯ
ИНФОРМАТИКА
ИСКУССТВОВЕДЕНИЕ
ИСТОРИЯ
КУЛЬТУРОЛОГИЯ
МАШИНОСТРОЕНИЕ
МЕДИЦИНА
МЕТАЛЛУРГИЯ
МЕХАНИКА
ПЕДАГОГИКА
ПОЛИТИКА
ПРИБОРОСТРОЕНИЕ
ПРОДОВОЛЬСТВИЕ
ПСИХОЛОГИЯ
РАДИОТЕХНИКА
СЕЛЬСКОЕ ХОЗЯЙСТВО
СОЦИОЛОГИЯ
СТРОИТЕЛЬСТВО
ТЕХНИЧЕСКИЕ НАУКИ
ТРАНСПОРТ
ФАРМАЦЕВТИКА
ФИЗИКА
ФИЗИОЛОГИЯ
ФИЛОЛОГИЯ
ФИЛОСОФИЯ
ХИМИЯ
ЭКОНОМИКА
ЭЛЕКТРОТЕХНИКА
ЭНЕРГЕТИКА
ЮРИСПРУДЕНЦИЯ
ЯЗЫКОЗНАНИЕ
РАЗНОЕ
КОНТАКТЫ


Pages:     | 1 || 3 | 4 |   ...   | 8 |

«П.Ф. Забродский, В. Г. Лим ИММУНОПАТОЛОГИЯ ПРИ ОСТРЫХ ОТРАВЛЕНИЯХ СПИРТАМИ И ХЛОРИРОВАННЫМИ УГЛЕВОДОРОДАМИ. ФАРМАКОЛОГИЧЕСКАЯ КОРРЕКЦИЯ ...»

-- [ Страница 2 ] --

при производстве фреонов. Благодаря трудной воспламеняемости и высокой плотности используется в огнетушителях в тех случаях, когда неприменимо тушение водой (при пожарах нефтепродуктов, на электроустановках и т.д.). Тушение огня ТХМ в закрытом помещении представляет опасность ввиду токсичности его паров и образующихся газов.

Используется для чистки и обезжиривания одежды в быту и производственных условиях. В медицине раньше применялся в качестве противоглистного средства. Он эффективен при заражении анкилостомами, аскаридами, острицами, ленточными глистами [Курдыбайло Ф.В. и соавт., 1968;

Тиунов А.Л., 1990а].

В настоящее время ТХМ исключен из номенклатуры лекарственных средств в связи с тем, что появились более безопасные и обладающие большей противоглистной активностью препараты [Машковский М.Д., 2000].

Первый случай ингаляционного отравления ТХМ отмечен во Франции в 1938 году. Долгие годы наблюдались преимущественно производственные ингаляционные отравления. Описано много профессиональных отравлений, среди них немало смертельных. Часто наблюдаются отравления на мелких предприятиях, при дегельминтизации животных. Причиной пероральных отравлений часто бывает употребление этого препарата с целью опьянения.

Ингаляционные отравления возникают на производстве при несоблюдении правил техники безопасности, в быту при чистке одежды в небольших, плохо проветриваемых помещениях. Возможны отравления при длительном контакте ТХМ с кожей. Случай массового отравления с 20 смертельными исходами описан при употреблении внутрь средства для мытья волос, содержащего 1,4% ТХМ (остальное спирт). ТХМ - один из самых сильных гепатотропных ядов [Курдыбайло Ф.В.и соавт., 1968;

Чиркова В.М., 1983;

Тиунов Л.А., 1990а].

В клинической токсикологии отравления ТХМ встречаются довольно часто. Пациенты с данной патологией составляют до 60% всех больных с токсическим поражением печени [Голиков С.Н. и соавт., 1986;

Венгеровский А.И. и соавт., 1993]. Летальность при пероральных отравлениях составляет 30%, при ингаляционных – от 15 до 20%. Летальная доза при пероральном поступлении для человека составляет 20 – 40 мл. Вдыхание паров ТХМ в концентрации 15 мг/л через 10 минут, а в концентрации 2 мг/л – через минут приводит к появлению головной боли, тошноты, рвоты, учащению пульса. У рабочих при восьми часовом воздействии концентрации, составляющей 1,2 мг/л, наблюдается усталость, сонливость. Смертельная концентрация ТХМ для человека равна 50 мг/л при вдыхании в течение 1 ч.

Для появления симптомов отравления достаточно приема внутрь 2 – 4 мл токсиканта [Лужников Е.А., Костомарова Л.Г., 1989].

При остром отравлении ТХМ поражается ЦНС, желудочно-кишечный тракт, печень и почки, свертывающая система крови, сердечно-сосудистая и дыхательная системы. При действии на кожу ТХМ вызывает дерматиты, иногда экзему, крапивницу. Основная причина смерти больных - острая печеночно-почечная недостаточность и ее осложнения (массивные кровотечения, пневмония). Прием алкоголя способствует более тяжелому течению ингаляционных отравлений [Лужников Е.А., 1999;

Чиркова В.М., 1983;

Тиунов Л.А., 1990а;

Лужников Е.А., Костомарова Л.Г., 1989, 2000;

Маркова И.В. и соавт., 1998;

Куценко С.А. и соавт., 2004].

В виду выраженной липотропности ТХМ быстро всасывается в кровь. В экспериментах на животных наибольшая концентрация яда наблюдается в жировой ткани (примерно в 8 раз больше, чем в крови). Наиболее высокая концентрация ТХМ в крови достигается в течение 2 – 4 часов, а через 6 часов его большая часть переходит в жировую ткань, печень, мозг. При ингаляционных отравлениях токсикокинетические процессы протекают в 2 – 3 раза быстрее. В организме ТХМ частично очень медленно разрушается.

Выделяется в течение длительного времени (до 70 дней) через дыхательные пути. В неизмененном виде (до 50-60%) - через почки и кишечник. В почках не концентрируется. ТХМ подвергается метаболическому разложению в мембранах эндоплазматического ретикулума печени при участии Р – 450 завимых монооксигеназ. В результате происходит образование свободных радикалов (ССl+3;

O-O-CCl;

HO-OCCCl3;

HO-CCl3), из которых высокую активность имеет ССl+3. Свободные радикалы действуют на функциональные группы белков внутриклеточных мембран и ферментов, выполняют роль инициаторов реакции перекисного окисления ненасыщенных жирных кислот в мембранах, ингибируют биосинтез белка, вызывают диссоциацию полисом, рибосом, разрушение РНК. В процессе метаболизма возможно образование хлороформа (СНСl3) и фосгена, которые затем превращаются в оксид углерода, хлористый водород и воду. Метаболизму подвергается 20% от введенной дозы ТХМ [Чиркова В.М., 1983;

Тиунов Л.А., 1990а].

При патоморфологическом исследовании обнаруживают тяжелые повреждения печени в виде массивных центролобулярных некрозов и пигментного цирроза, при ингаляционном отравлении некротические изменения менее выражены. Считают, что изменения в печени максимальны в ранние сроки отравления. При более поздней гибели в ткани печени регистрируются регенеративные процессы. Изменения в почках проявляются картиной выделительного нефроза, гидропической дистрофией эпителия извитых канальцев. При ранней гибели эти изменения менее выражены.

Характерны множественные кровоизлияния под эпикардом, эндокардом, плеврой, слизистой оболочкой желудочно-кишечного тракта. В случаях быстрой смерти на вскрытии отмечаются только кровоизлияния и отек мозга.

При гистологическом исследовании – признаки энцефаломиелита, дегенеративные изменения нервных клеток, периферические невриты, неврит зрительного нерва, кровоизлияния, жировая эмболия мозга [Курдыбайло Ф.В.и соавт., 1968;

Чиркова В.М., 1983;

Тиунов Л.А., 1990а;

Лужников Е.А., Костомарова Л.Г., 1989, 2000].

Описано, что под влиянием острого отравления ТХМ in vitro при концентрации 3 мМ происходит подавление гуморального иммунного ответа на ЭБ, динитрофиколл и липополисахарид [Kaminski N. E., Stevens W.D., 1992]. Отмечается снижение активности В-лимфоцитов и угнетение супрессорной функции Т-лимфоцитов [Брызгина Т.М. и соавт., 1990]. Под влиянием ТХМ наблюдают угнетение функции В-клеток, особенно в ранние сроки после поражения, вследствие чего снижается их способность к кооперации с Т-клетками. Это приводит к снижению иммунного ответа на тимусзависимый антиген ЭБ [Ильичевич Н.В. и соавт., 1984;

Брызгина Т.М., 1989]. Аналогичные данные (снижение в несколько раз числа АОК в селезенке мышей) получены при остром токсическом гепатите, вызванном введением животным ТХМ [Хабибуллаев Б.Б., 2005].

Изменение гуморального иммунитета на тимусзависимый антиген ЭБ у кроликов и мышей в условиях острого поражения печени ТХМ в значительной степени обусловлено активностью иммунорегуляторных клеток - антигеннеспецифических хелперов и супрессоров. Активность клеток-супрессоров проявляется вследствие того, что они вырабатывают супрессорный фактор, который неспецифически подавляет тимусзависимый иммунный ответ [Конопля А.И. и соавт., 1985;

Прокопенко Л.Г., 1985;

Борисов В.А., 1990;

Смахтин М.Ю. и соавт., 1994, 1995].

При остром отравлении ТХМ усиление хелперной активности характерно для периодов большего повреждения печени и менее выраженной регенерации, а усиление супрессорной - для периодов интенсивной регенерации и меньшего повреждения печени [Прокопенко Л.Г. и соавт., 1983;

Мартынова Т.В. и соавт., 1991]. По всей вероятности, поражение печени, с одной стороны, создает предпосылки для активации иммунного ответа на различные антигены, с другой - активация иммунного ответа может свидетельствовать о запуске аутоиммунных механизмов повреждения печени. У потомства крыс с хроническим аутоиммунным повреждением печени отмечалось повышение иммунологической реактивности, о чем свидетельствовало увеличение в их селезенках Ig M, продуцирующих антителообразующие клетки [Прокопенко Л.Г. и соавт., 1982, 1983;

Прокопенко Л.Г., Кедровская Н.Н., 1983;

Брюхин Г.В., Михайлова Г.И., 1990].

При хроническом действии ТХМ нарушение функции иммунной системы связывают с изменениями содержания фосфолипидов (ФЛ) и гликолипидов (ГЛ) в тканях печени и органах системы иммунитета. При этом регистрировалось изменение фракций ФЛ и ГЛ на мембранах гепатоцитов, клеток селезенки, тимуса и костного мозга [Холмухамедова Н.М. и соавт., 1991]. Введение крысам ТХМ вызывало снижение функциональной активности Т-лимфоцитов крови в реакции бласттрансформации в ответ на ФГА, особенно в ранние сроки исследования [Брызгина Т.М., Мартынова Т.В., 1985]. Аналогичные результаты получены в более поздних исследованиях, где показано, что содержание Т-лимфоцитов в селезенке и лимфоузлах (после введения ТХМ крысам) уменьшалось, а содержание В лимфоцитов не изменялось [Брызгина Т.М. и соавт., 1990]. Дальнейшие исследования показали, что под влиянием ТХМ наблюдается увеличение активности как Т-хелперов, так Т-супрессоров, причем активность последних была выше [Брызгина Т.М. и соавт., 1992]. Показано снижение ГЗТ под влиянием ТХМ [Брюхин Г.В., Михайлов Г.И., 1990]. Потомство крыс с хроническим поражением печени ТХМ характеризовалось депрессией клеточного иммунитета, проявлявшейся уменьшением количества Т-клеток ГЗТ, а также редукцией антителообразования и снижением интенсивности Fc-зависимого фагоцитоза перитониальных макрофагов и моноцитов крови [Брюхин Г.В., Михайлова Г.И., 1990;

Брюхин Г.В., Грачев А.Ю., 1991;

Брызгина Т.М. и соавт., 1992].

Кратковременное действие ТХМ оказывало стимулирующий эффект на фагоцитоз лейкоцитов и активацию естественных клеток-киллеров, тогда как продолжительное введение обусловливало противоположное действие [Halaskova M. et al., 1993]. Влияние ТХМ на факторы НРО практически не изучено.

Показано, что при действии ТХМ и высокой внешней температуры (40оС по 40 мин ежедневно в течение 3 сут) отмечается выраженное снижение Т зависимого иммунного ответа [Конопля Е.Н., Прокопенко Л.Г., 1994].

Комбинированное действие этанола и ТХМ вызывало суммацию иммуносупрессивных эффектов ядов [Смахтин М.Ю. и соавт., 1994].

Интересно отметить, что витамин С предохраняет от действия ТХМ [Ademuyiva O. et al., 1994], а витамин А вызывает усиление его токсического эффекта. Однако имеются данные, вызывающие сомнение в таком выводе.

Так, экстракт из моркови обладает гепатопротективными свойствами при окислительном стрессе, вызванном ТХМ [Bishayee A., Chatterjee M., 1993].

Вероятно, у -каротина и витамина А при поражении ТХМ реализуются противоположные эффекты. При острых интоксикациях ТХМ в опытах на мышах показано иммуностимулирующее действие лейкинферона [Кузнецов В.П. и соавт., 1992].

Существуют основания считать, что в супрессиии иммуногенеза при отравлении ТХМ определенную роль играет нарушение АКТГ продуцирующей функции гипофиза, приводящее к увеличению массы надпочечников [Брюхин Г.В., Пивель Г.В., 1993].

Данные, полученные А.И. Венгеровским и соавт. (2004), свидетельствуют о снижении числа лимфоцитов в тимусе, увеличению их в селезенке, активации гуморального иммунного ответа, оцениваемого по числу АОК в селезенке крыс и содержанию в крови IgM и IgG под влиянием ТХМ, который вводили внутрижелудочно крысам в дозе 2 мг/кг (приблизительно 1/3 ЛД50) 2 раза в неделю в течение 1 месяца. На наш взгляд, активация антителообразования при столь высоких дозах ТХМ мало вероятна и противоречит данным, полученным другими исследователями.

Таким образом, описанные в литературе острые и хронические иммунотропные эффекты ТХМ противоречивы. Практически не исследованы роль Т- и В-клеток, состояния ПОЛ, ГГАС, эстеразной активности Т лимфоцитов в формировании иммунодефицита после действия ТХМ, а также действие токсиканта на показатели НРО.

Трихлорэтилен (ТХЭ) применяется в промышленности в качестве растворителя жиров, смол, каучука, для очистки металлических деталей и изделий, для химической чистки одежды, как наркотическое средство для рауш-наркоза (в стоматологической практике). В последнее время за рубежом ТХЭ стал популярным средством для достижения наркотического эффекта [Иванова В.А., 1990;

Лужников Е.А., Костомарова Л.Г., 2000].

ТХЭ – бесцветная летучая жидкость с ароматическим запахом (запахом хлороформа) - может поступать в организм через пищеварительный тракт, дыхательные пути, оказывает психотропное наркотическое действие. В 100 г ТХЭ при 250 С растворяется 22 мг воды. С водой образует азеотропную смесь, температура кипения которой сосставляет 73,60 С, содержание воды в смеси – 5,4%. Токсикант не горюч. Температура самовоспламенения составляет 4160С [Тиунов Л.А., 1990б].

Особую опасность ТХЭ может представлять на производстве при аварийных ситуациях, когда вследствие его высокой летучести ингаляционным отравлениям может подвергнуться большое число людей.

Среднелетальные дозы по данным различных авторов при пероральном введении составляют для собак, крыс и мышей соответственно 5680, 4920 и 2400 - 2850 мг/кг. При ингаляционном поступлении CL50 для крыс и мышей соответственно составляет 140700 (1 ч) и 40000 - 45100 мг/м3 (4 ч) [Trichloroethylene, 1985]. Смертельная доза для человека при пероральном поступлении яда составляет 7 г/кг. Смертельные исходы наблюдались вследствие отравления фосгеном, образовавшимся из ТХЭ при тушении пожаров. Острые отравления ТХЭ сопровождаются нарушением функции центральной нервной системы, сердечно-сосудистой, дыхательной систем, желудочно-кишечного тракта. Смертность при тяжелых отравлениях может быть связана с формированием вторичного иммунодефицитного состояния [Тиунов Л.А., 1990б;

Забродский П.Ф., 1998, 2002].

Метаболизируется ТХЭ преимущественно в печени при помощи Р-450 зависимых монооксигеназ с образованием более токсичных метаболитов, многие из которых токсичнее ТХЭ. Биотрансформация ТХЭ происходит с образованием дихлорацетилхлорида, дихлоруксусной кислоты, трихлорацетальдегида, трихлоруксусной кислоты, трихлорэтанола, N (гидроксиацетил) этаноламина, трихлорэтандиола, щавелевой кислоты.

Метаболиты преимущественно выводятся с мочой [Тиунов Л.А., 1990б].

В отношении индукции монооксигеназных энзимов (Р-450- зависимых монооксигеназ) данные противоречивы, отмечали как их активацию [Тиунов Л.А., 1990б], так и ингибирование (при оценке времени гексеналового сна у крыс) [Cидорин Г.И. и соавт., 2004].

У животных при хроническом воздействии ТХЭ отмечается изменение белковых фракций в крови, угнетается образование антител, снижается фагоцитарная активность ПЯЛ [Тиунов Л.А., 1990б]. При трехкратном введении ТХЭ в дозе 1,5 г/кг увеличивается содержание адреналина в крови и сердечной мышце, инициируется ПОЛ (увеличивается содержание в крови малонового диальдегида) [Сидорин Г.И. и соавт., 2004].

Анализ большого объема информации позволяет заключить, что в настоящее время влияние острого отравления ТХЭ на факторы НРО, показатели системы иммунитета, ПОЛ, ГГАС, эстеразную активность Т клеток практически не исследовано. Решение данных задач позволит обосновать выбор медикаментозных средств для последующей экспериментальной оценки эффективности конкретных иммуностимуляторов, адекватных характеру нарушения иммунного гомеостаза с целью профилактики и лечения постинтоксикационного иммунодефицита, вызванного ТХЭ.

Резюме Обзор литературы о действии острой интоксикации спиртами и хлорированными углеводородами на неспецифическую резистентность организма и иммунный статус свидетельствует о том, что существует целый ряд недостаточно изученных вопросов, сформулированных нами в задачах исследования. В целом в настоящее время отсутствует систематизированный анализ патогенеза нарушения системы НРО и иммунного гомеостаза при острых отравлениях спиртами и хлорированными углеводородами.

Необходимость проведения такого анализа очевидна, так как для создания современной концепции, охватывающей все известные в настоящее время данные, необходимы исследования, дополняющие их и позволяющие связать в единое целое значение сдвигов со стороны активности ГГАС, САС, ПОЛ, эстераз лимфоцитов, процессов миграции и кооперации Т- и В-клеток и других иммунных реакций при острых отравлениях спиртами и хлорированными углеводородами. Вполне очевидна необходимость сравнительной оценки характера нарушений НРО и иммунного гомеостаза под влиянием рассмотренных токсикантов. Это позволит обосновать возможность использования иммуномодуляторов и других лекарственных средств для коррекции наиболее значимых в формировании постинтоксикационного иммунодефицита нарушений НРО, гуморальных и клеточных иммунных реакций.

Нерешенность многих вопросов, противоречивость и неоднозначность результатов ряда исследований предполагает дальнейшее изучение этой проблемы, решение которой позволит проводить патогенетически обоснованную коррекцию нарушений иммунного гомеостаза после острых отравлений спиртами и хлорированными углеводородами.

ГЛАВА 2.

МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ 2.1. Объекты исследования и применяемые препараты Исследования проводились на 5875 неинбредных крысах обоего пола и крысах Wistar, на 2379 беспородных белых мышах обоего пола и линии СВА.

Масса крыс и мышей составляла соответственно 180-240 и 18-25 г. Для определения корреляции продуктов биотрансформации ДХЭ с показателями клеточного звена иммунитета использовали 10 беспородных собак массой 10 15 кг.

Хлорированные углеводороды и спирты вводили внутрь в растворе соответственно оливкового масла и воды (40% раствор) в дозах 0,25, 0,50 и 0,75 LD50. Для оценки эффективности иммуностимуляторов токсиканты применяли в дозах 0,75 LD50. Среднелетальные дозы М, ЭГ, Э, ДХЭ, ТХМ и ТХЭ для мышей составляли соответственно 7,2+1,1;

8,2+1,3;

10,3+1,4;

0,58+0,06;

8,3+0,7 и 2,6+0,3 г/кг, для крыс – соответственно 8,5+1,5;

9,8+ 1,6;

12,3+1,3;

0,97+0,08;

6,5+0,6 и 4,7+0,4 г/кг. Этанол в качестве антидота метанола вводили крысам внутрибрюшинно в дозе 3 г/кг 2 раза в сутки.

Фолинат кальция (ФК) применяли внутримышечно в дозе 2 мг/кг трехкратно с 12 ч интервалом. Первая доза ФК вводилась через 10 мин после введения М.

Для анализа взаимосвязи продуктов биотрансформации ДХЭ с показателями клеточного звена иммунитета 2-хлорэтанол и хлоруксусную кислоту определяли в селезенке собак при помощи хроматографа ЛХМ-8МД с плазменно-ионизационным детектором по методике [Лужников Е.А. и соавт., 1985;

Елькин А.И. и соавт., 2004] через 3 сут после внутрижелудочного введения ДХЭ в дозе 3,0 г/кг.

Для определения роли кортикостерона (КС) в формировании иммунных реакций его применяли в опытах на крысах подкожно в дозах 1,0 и 0,5 мг/кг соответственно с интервалом 2 ч в изотоническом растворе хлорида натрия [Забродский П.Ф. и соавт., 2000;

Szot R.J., Murphy S.D., 1970;

Dhabhar F. S.

et al., 1996]. Адреналин (А) и норадреналин (НА) с этой же целью использовали подкожно в дозах 0,025 и 1,0 мг/кг.

В качестве иммуностимуляторов использовали тимоген (10 мкг/кг), Т активин (5 мкг/кг), миелопид (5 мкг/кг) и имунофан (10 мкг/кг), которые вводили внутримышечно ежедневно в течение 3 сут. Дозы иммуностимуляторов для животных обоснованы данными литературы и расчетами по общепринятым методам вычисления [Рыболовлев Ю.Р., 1982].

Первую дозу животные получали через 30 мин после острой интоксикации токсикантами.

Кровь для исследования титра антител получали из подъязычной вены животных. Лимфоидные органы извлекали у животных после цервикальной дислокации в различные сроки после интоксикации.

Эксперименты на животных проводили в соответствии с требованиями Женевской конвенции "International Guiding Principles for Biomedical Research Inroling Animals" (Geneva, 1990).

2.2. Исследование состояния неспецифической резистентности организма Интегральное состояние неспецифической резистентности организма определяли по показателям течения экспериментальной инфекции, вызванной внутриплевральным введением крысам суспензии суточной культуры Рroteus vulgaris в дозах 1,5;

2,0;

2,5 млрд. микробных тел [Забродский П.Ф. и соавт., 1997]. Выбор данного микроорганизма обусловлен возрастанием роли условнопатогенной флоры в возникновении различных инфекционных осложнений [Бельцкий С.М., Снастина Г.И., 1985;

Германчук В.Г., 2000].

Антиинфекционную НРО определяли по летальности крыс в течении сут от экспериментальной инфекции, по LD50 Рroteus vulgaris и среднеэффективному времени жизни животных (Et50) в опытной и контрольной группах, рассчитанных методом пробит-анализа [Беленький М.Л., 1963]. Введение Рroteus vulgaris производили одновременно с применением спиртов и ХУ.

Из факторов НРО нами исследовались наиболее значимые показатели:

бактерицидная активность сыворотки крови (БАСК), сывороточная активность лизоцима и тромбоцитарного катионного белка - ТКБ (-лизина), комплементарная активность сыворотки крови и показатели активности фагоцитоза общепринятыми методами.

БАСК определи ускоренным фотонефелометрическим методом.

Содержание сывороточного лизоцима оценивали методом О. В. Бухарина (1974), основанным на способности лизоцима растворять индикаторный микрококк (Micrococcus lysodeicticus), измеряя при этом оптическую плотность опытной и контрольной суспензии микроорганизмов.

Тромбоцитарный катионный белок сыворотки крови (-лизин) исследовали фотонефелометрическим ускоренным методом, учитывая изменение оптической плотности раствора сахарозы при росте в ней индикаторной культуры B. subticis [Бухарин О.В., Бичеева Р.Ч., 1970]. Определение активности комплемента проводили гемолитическим методом путем титрования комплемента по 50% гемолизу [Ремезов А.И., Башмаков Г.А., 1976;

Денисенко П.П., Чередниченко Р.П., 1970;

Денисенко П.П., 1980;

Новикова Л.В. и соавт., 1981;

Василенко О.А., 2004].

Оценку фагоцитарно-метаболической активности полиморфноядерных лейкоцитов проводили общепринятыми методами [Хаитов Р.М., Пинегин Б.В., 1995;

Сакаева Д.Д., Лазарева Д.Н., 1998;

Белокрылов Г.А., Попова О.Я., 2002], в том числе, путем определения степени восстановления поглощенного фагоцитом растворимого красителя нитросинего тетразолия (НСТ) в нерастворимый диформазан под влиянием супероксиданиона, образующегося в НАДФ-Н-оксидазной реакции. В исследованиях применялся цитохимический вариант этого метода [Измайлова Ф.А., 1985;

Бровкина И.Л.

и соавт., 2004а, 2004б;

Рыбников В.Н. и соавт., 2004;

Park B.H., 1971].

2.3. Оценка влияния токсикантов на миграцию колониеобразующих единиц в селезенку Миграция колониеобразующих единиц в селезенку (КОЕс) отражает индуктивный период иммуногенеза: созревание лимфоидных клеток и их миграцию в органы системы иммунитета. Следует отметить, что КОЕ в селезенке образуют кроме лимфоидных колоний миелоидные, эритроидные, мегакариоцитоидные и смешанные [Петров Р. В. и соавт., 1981б]. Влияние спиртов и хлорированных углеводородов на миграцию КОЕс проводили путем определения миграции КОЕ из костного мозга (КМ) в селезенку методом эндогенного колониеобразования после летального облучения мышей в дозе 8 Гр при экранировании костного мозга задней конечности до уровня 1/2 голени. Через 30 мин после облучения животных им вводили токсикант. Через 8 сут извлекали селезенку, фиксировали ее в растворе Боуэна и подсчитывали число колониеобразующих единиц [Till J. E., Mc Culloch E. A., 1961;

Петров Р.В., Хаитов Р.М., 1972]. Данный метод широко используется для оценки митостатического действия токсикантов и влияния различных патологических процессов на индуктивную фазу иммуногенеза [Петров Р.В. и соавт., 1981б;

Александров В.Н., 1982;

Тодрия Т.В., Цандер А., 2004].

2.4. Оценка лимфоидных индексов тимуса и селезенки, содержания популяций лимфоцитов в органах системы иммунитета и циркулирующей крови Массу тимуса и селезенки определяли гравиметрическим методом.

Лимфоидный индекс (ЛИ) вычислялся общепринятым способом [Гольдберг Е. Д. и соавт., 1972;

Тихонов В. Н., 1981;

Германчук В.Г., 2000;

Сидельникова Н. М., 2004;

Василенко О.А., 2004] путем деления массы органа в мг на массу тела в г через 1-6 cут после отравления.

Содержание Т-клеток в тимусе крыс определяли общепринятым методом подсчета ядросодержащих клеток в органе, учитывая то обстоятельство, что лимфоциты в вилочковой железе представлены практически только Т- популяцией [Петров Р. В., 1987;

Ройт А., 1991;

Хаитов Р. М. и соавт., 2000]. Лимфоциты в селезенке, лимфатических узлах (для изучения брали паховые лимфоузлы) и костном мозге (исследовали клетки костного мозга бедренной кости) подсчитывали, исходя из их относительного содержания в мазках данного органа, окрашенных по Романовскому-Гимзе.

Для определения содержания в лимфоидных органах лимфоцитов клеточные суспензии из тимуса, селезенки, костного мозга и паховых лимфоузлов мышей и крыс готовили после интоксикации ТХВ в дозе 0,75 ЛД50 через 2 и 6 cут после отравления. Содержание лимфоцитов в крови животных после интоксикации ТХВ определяли общепринятым методом [Гембицкий Е.В. и соавт., 1987].

2.5. Исследование кооперации Т- и В- лимфоцитов in vitro Для получения Т-клеток использовали метод фильтрования селезеночной суспензии через нейлоновую вату (“Нитрон”) [Ширшев С.В., 1998]. Для выделения В-лимфоцитов применяли реакцию комплементзависимого масс-цитолиза. В качестве цитотоксической сыворотки использовали моноклональные антитела против Thy 1.2 антигенов Т-лимфоцитов мыши (Cedarlane Laboratories Limited;

London, Canada) [Marshak-Rothstein A. et al., 1979]. Антителообразующие клетки (АОК), число которых характеризует эффект кооперации Т- и В- лимфоцитов подсчитывали в инкубационных камерах через 4 сут [Thomas I. K., Imamura T., 1986]. До помещения лимфоцитов в камеры они (Т- или В-клетки) подвергались воздействию токсикантов в течение 2 ч. Кооперация Т- и В лимфоцитов оценивалась также in vitro после извлечения через 1 сут Т- или В-лимфоцитов из селезенки мышей (СВА), подвергавшихся действию токсикатов. При этом соответственно В- или Т-клетки для исследования реакции получали от интактных сингенных животных.

2.6. Изучение гуморального звена иммунного ответа Для оценки гуморальных иммунных реакций в качестве антигенов применяли эритроциты барана (ЭБ) и брюшнотифозный Т-независимый Vi антиген (Vi-Ag). Использование данных антигенов позволяет рассмотреть влияние спиртов и ХУ на Т-зависимый или Т-независимый иммунный ответ в сравнительном аспекте, а также оценить роль Т-хелперов в реализации гуморального звена иммунного ответа [Утешев Б. С., 1984;

Descotes J.,1986;

Jeurissen A., Bossuyt X., 2004]. Данный подход широко используется для оценки действия химических соединений на систему иммунитета [Плецитый К.Д., Сухих Г.Т., 1985;

Ройт А, 1991;

Германчук В.Г., 2000;

Беликов В.Г., 2001;

Сидельникова Н. М., 2004;

Василенко О.А., 2004].

Антителообразование определяли по отрицательному двоичному логарифму титра антител (ОДЛТА) через 5, 8 и 11 сутoк после острой интоксикации спиртами и ХУ. Иммунизацию эритроцитами барана проводили путем их внутрибрюшинного введения в дозе 2·108 клеток в 0,5 мл изотонического раствора хлорида натрия. Титры антител к ЭБ определяли в реакции гемолиза эритроцитов в присутствии комплемента.

Гуморальную иммунную реакцию к Т-зависимому и Т-независимому антигенам оценивали также через 5 суток по числу АОК в селезенке [Белокрылов Г. А. и соавт., 1980;

Jerne N. K., Nordin A. A., 1963] после введения токсикантов с одновременной внутрибрюшинной иммунизацией крыс ЭБ в дозе 2·108 клеток в 0,5 мл изотонического раствора хлорида натрия и Vi-Ag в дозе 8 мкг/кг, а также через 3 сут после иммунизации (использованный тест отражал синтез IgM B-клетками селезенки в индуктивной и продуктивной фазе антителогенеза). АОК, характеризующие продукцию иммуноглобулинов G, определяли в селезенке методом локального гемолиза в геле через 8 сут после иммунизации [Jerne N. K., Nordin A. A., 1963] после разрушения IgM на поверхности лимфоцитов с помощью 2-меркаптоэтанола (2-МЭ). Для этого спленоциты каждого животного инкубировали в течение 2 ч при 40С с равным объемом 0,2 М раствора 2-МЭ [Smialowicz R. J. et al., 1992]. Гуморальный иммунный ответ определяли также по числу иммунных розеткообразующих клеток (РОК), несущих на своей поверхности IgM и IgG, в селезенке крыс через 8 сут после иммунизации ЭБ [Jordan M. et al., 1972;

Бровкина И.Л. и соавт., 2004а, 2004б].

2.7. Оценка клеточного звена иммунного ответа Исследование состояния клеточного звена системы иммунитета под влиянием спиртов и ХУ проводили с использованием методов исследования, широко применяемых для определения влияния фармакологических препаратов на систему иммунитета и иммунотоксичности различных соединений: оценка функции Т-лимфоцитов, реакция гиперчувствительности замедленного типа (ГЗТ) и показатель антителозависимой клеточной цитотоксичности [Петров Р.В., 1987;

Забродский П. Ф., 1998;

Descotes J.,1986]. Формирование ГЗТ при воздействии ТХВ позволяет, прежде всего оценить их влияние на функцию Th1-лимфоцитов [Kimber I., 1996]. Данный тест также широко используется для получения интегральной характеристики клеточного иммунитета [Фримель Х., Брок Й., 1986;

Descotes J.,1986].

Реакция ГЗТ изучалась в общепринятой модели, а также адоптивных моделях, связанных с переносом клеток от животного-донора к животному реципиенту.

Исследование функции Т-лимфоцитов проводили по реакции торможения миграции лейкоцитов (РТМЛ) периферической крови в присутствии конконавалина А (КонА). РТМЛ основана на способности сенсибилизированных Т-лимфоцитов в реакциях с антигеном или митогенами (ФГА, КонА) in vitro выделять биологически активные субстанции – лимфокины, в том числе фактор, ингибирующий миграцию лейкоцитов (один из лимфокинов воспаления) [Фримель Х., и Брок Й., 1986].

Для исследования РТМЛ кровь у крыс получали из подъязычной вены через 2 и 5 сут после интоксикации. В капилляры для определения С реактивного белка набирали с часового стекла смесь, состоящую из гепаринизированной крови (0,2 мл) исследуемых крыс (опыт и контроль) и раствора КонА (0,5 мл). Концентрация митогена (КонА) в растворе составляла 100 мкг/мл. Капилляры запаивали с одного конца парафином и центрифугировали 5 мин при 1500 об/мин, затем в вертикальном положении их инкубировали 24 ч в термостате при температуре 370 С. Учет реакции проводили путем измерения длины зоны миграции основной массы лейкоцитов от границы эритроцитарного осадка в контроле и опыте.

Результат реакции оценивали в виде индекса миграции (ИМ), выраженного в процентах [Гембицкий Е.В. и соавт., 1987]. Величина ИМ обратно пропорциональна функции Т-клеток.

Для оценки влияния спиртов и ХУ на формирование гиперчувствительности замедленного типа (ГЗТ) использовали модель данной реакции, в которой не используется перенос сингенных иммуноцитов, и адоптивную модель (связанные с переносом ИКК). ГЗТ оценивали у крыс после иммунизации внутривенным введением 2· эритроцитов барана (ЭБ) в 0,5 мл изотонического раствора хлорида натрия одновременно с введением токсиканта. Разрешающую (вызывающую реакцию) дозу ЭБ (5·108 в 0,05 мл изотонического раствора хлорида натрия) вводили под апоневроз задней лапы через 4 сут после иммунизации. Оценку реакции осуществляли через 24 часа по приросту массы стопы задней лапы крыс по сравнению с контрольной [Брюхин Г.В. и соавт.,1990]. Данный тест отражал функцию Th1 лимфоцитов и способность их к продукции ИЛ-1, ИЛ -интерферона, -фактора 3, некроза опухоли - лимфотоксина и гранулоцитарно-макрофагального колониестимулирующего фактора (ГМ КСФ) [Georgiev V.St., Albright J.E., 1993].

При исследовании формирования ГЗТ у крыс-реципиентов (Вистар) после переноса им спленоцитов (5·108), иммунизированных 108 ЭБ сингенных доноров, реципиентов через 1 ч сенсибилизировали внутривенным введением 108 ЭБ. Через 4 сут под апоневроз стопы реципиентов вводили разрешающую дозу ЭБ (5·108) с последующей оценкой реакции через 24 ч.

Спленоциты получали через 5 сут после иммунизации доноров. В данном эксперименте формирование ГЗТ отражало влияние острой интоксикации токсикантами на вторичный иммунный ответ в модели адоптивной реакции, связанной с переносом иммунных спленоцитов крысам-реципиентам.

Донорам вводили токсиканты через 30 мин после иммунизации [Черноусов А.Д., Юрин Б.Л., 1982;

Фролов Б.А. и соавт., 1985;

Германчук В.Г., 2000;

Сидельникова Н.М., 2004].

Антителозависимую клеточную цитотоксичность (АЗКЦ), характеризующую функцию К-клеток (клеток-киллеров, относящихся к так называемым «нулевым» лимфоцитам [Фримель Х., Брок Й., 1986]), определяли по методу Ю. И. Зимина, В. Ф. Ляхова (1985) через 5 сут после иммунизации, осуществляемой за 1 сут и одновременно с отравлением ТХВ (оценка действия яда в индуктивной фазе иммуногенеза). Кроме того, токсиканты вводили через 3 сут после иммунизации ЭБ (оценка действия химического ксенобиотика в продуктивной фазе иммуногенеза). Мышей иммунизировали ЭБ (5·108 клеток в 0,5 мл изотонического раствора хлорида натрия). Через 5 сут извлекали селезенку и тимус, готовили клеточные суспензии в растворе Хенкса, который затем фильтровали через капроновую сетку. Суспензии клеток дважды отмывали изотоническим раствором хлорида натрия по 10 мин при 400 g. Жизнеспособность клеток определяли методом суправитальной окраски 0,1 % раствором трипанового синего. В качестве клеток-мишеней использовали трижды отмытые по 10 мин при 400 g ЭБ, которые в 2,5 % суспензии смешивали с равным объемом гипериммунной антисыворотки кролика в субагглютинирующем разведении (1:5000). Смесь инкубировали 30 минут при 37°С, а затем отмывали 3 раза раствором Хенкса и доводили до необходимой концентрации. Используемую антисыворотку предварительно инактивировали в течении 30 минут при 56°С. Спленоциты (тимоциты) смешивали с ЭБ в соотношении 20 : 1 (абсолютные значения соответственно 20·106 и 1·106) в 2 мл раствора Хенкса без фенолового красного и инкубировали 4 ч при 37°С. После инкубации смесь клеток центрифугировали 20 минут при 200 g, собирали супернатант.

Цитопатогенность киллеров оценивали спектрофотометрическим методом по выходу гемоглобина из лизированных эритроцитов. Контролем служили пробы, содержащие эффекторы и интактные ЭБ. Измерения оптической плотности проводили при длине волны 412 нм на спектрофотометре СФ-46.

Уровень АЗКЦ оценивали по индексу цитотоксичности (ИЦ) по формуле, предложенной Ю. И. Зиминым и В. Ф. Ляховым (1985).

Оценка естественной цитотоксичности (ЕЦ) осуществлялась спектрофотометрическим методом [Гордиенко С.М., 1983, 1984], где клетками-эффекторами служили спленоциты крыс, а клетками-мишенями эритроциты кур (ЭК) [Белокрылов Г. А. и соавт., 1980]. Результаты реакции учитывали по спектрофотометрическому определению концентрации гемоглобина, выделившегося из не разрушенных ЭК. В опытах in vitro до инкубации клеток эффекторы подвергали действию токсикантов в течение ч. Оценку ЕЦ при применении иммуностимуляторов проводили через 3 сут после отравления.

2.8. Определение активности ацетилхолинэстеразы Т-лимфоцитов и -нафтил-АS-ацетатэстеразы и -нафтил-бутиратэстеразы спленоцитов Активность ацетилхолинэстеразы (АХЭ) в Т-лимфоцитах определяли методом G.M. Ellman et al. (1961), выделяя клетки путем фильтрования селезеночной суспензии через нейлоновую вату (“Нитрон”) [Ширшев С.В., 1998] и осуществляя реакции и расчеты, описанные J.G.Szelenyi et al. (1982) и K. M. Kutty et al. (1976). Активность -нафтил-АS-ацетатэстеразы и нафтил-бутиратэстеразы спленоцитов крыс (Т-клеток органа) изучали гистохимическим методом [Хейхоу Ф. Г. Дж., Кваглино Д., 1983]. Принцип метода основан на том, что эстеразы, вступая во взаимодействие с субстратом в присутствии красителя прочного синего, окрашивают эстерапозитивные клетки. Следует отметить, что эстеразопозитивные клетки в селезенке представлены в основном Т-клетками, хотя к ним относится относительно небольшое число и других спленоцитов – моноцитов и макрофагов [Хейхоу Ф. Г. Дж., Кваглино Д., 1983].

2.9. Оценка массового индекса надпочечников после острого воздействия токсикантов Массовый индекс надпочечников после острого воздействия токсикантов определялся как отношение массы надпочечника в мг к массе тела животного в г. Данный показатель в определенной степени отражает реакцию ГГАС (стресс-реакцию) на химический раздражитель. Согласно теории Г. Селье (1972) под влиянием химических факторов из гипофиза секретируется АКТГ, который стимулирует синтез и инкрецию главным образом глюкокортикоидов, чему соответствует гипертрофия пучковой зоны надпочечников. В меньшей степени гипертрофируются зоны, секретирующие половые гормоны и минералокортикоиды [Лемус В. Б., Давыдов В. В., 1974].

Следует учитывать, что ряд веществ, к которым относятся ингибиторы функции коры надпочечников [Комиссаренко В.П., Резников А.Г., 1972], и, в частности, цианокетон (2--циано-4,4,17--триметил-17--гидрокси-5 андростен-3-он) [Dhabhar F.S. et al., 1996] при поступлении в организм не увеличивают, а снижают функцию ГГАС и не способны повышать концентрацию КС в плазме крови (стресс-реакция в ее классическом понимании не реализуется).

2.10. Исследование функции коры надпочечников, симпатико адреналовой системы и перекисного окисления липидов Исследование функционального состояния ГГАС определяли путем измерения относительной массы надпочечников (отношение массы органа в мг к массе тела в г), концентрации кортикостерона (КС), адреналина (А) и норадреналина (НА). Для определения уровня КС в плазме крови крыс использовали флюорометрический метод определения уровня неконъюгированных 11-оксикетостероидов [Moor P. et al., 1962, 1976] через 2, 12 и 24 ч после интоксикации ТХВ в модификации В.В. Давыдова (1970).

Перекисное окисление липидов (ПОЛ) оценивали по суммарной продукции радикалов в крови методом люминолзависимой хемилюминесценции, активированной форболовым эфиром (0,156 МКм) [Михальчик Е.В. и соавт., 2004], по активности каталазы и пероксидазы, содержанию малонового диальдегида в крови спектрофотометрически [Покровский А.А., 1969;

Коробейникова Э.Н., 1989;

Кунцевич А.Д. и соавт., 1994;

Валеева И.Х. и соавт., 2002].

Содержание адреналина и норадреналина определяли в плазме крови спектрофлюориметрически [Матлина Э.Ш., 1965;

Филатова Г.Ф. и соавт., 1987].

2.11. Методы статистической обработки результатов исследований Полученные данные обрабатывались с использованием общепринятых статистических методов [Сепетлиев Д. Н., 1975;

Урбах В. Ю., 1975;

Гублер Е. В., 1978;

Лакин Г. Ф., 1980]. При этом различия между средними значениями в опытной и контрольной группах считались значимыми при р 0,05. Расчеты среднелетальных доз токсикантов проводили по методу Миллера и Тейтнера [Беленький М. Л., 1963].

В исследованиях использовались параметрические методы исследования с оценкой достоверности различий по t-критерию Стьюдента.

Статистический анализ экспериментальных данных с небольшим числом животных в сериях и при отсутствии нормального распределения показателей осуществлялся с помощью непараметрических методов (Вилкинсона-Манна 2).

Уитни, Расчеты проводились на персональном компьютере с использованием пакета программ Statgraphics.

ГЛАВА 3.

ВЛИЯНИЕ СПИРТОВ И ХЛОРИРОВАННЫХ УГЛЕВОДОРОДОВ НА НЕСПЕЦИФИЧЕСКУЮ РЕЗИСТЕНТНОСТЬ ОРГАНИЗМА 3.1. Нарушение интегральной антиинфекционной неспецифической резистентности организма В экспериментах на беспородных белых крысах при введении спиртов и хлорированных углеводородов в дозах 0,75 LD50 исследовалось состояние антиинфекционной неспецифической резистентности организма. В данной экспериментальной модели используемый токсикант и культура Рroteus vulgaris вводились одновременно. Летальность оценивалась до 48 ч, через каждые 4 часа. В исследованный период после введения суспензии Рroteus vulgaris летальность от экспериментальной пневмонии связана преимущественно с реализацией механизмов неспецифической резистентности организма, так как значимая гуморальная и клеточная иммунная реакция формируется начиная со вторых суток после введения антигена (микробных тел) [Забродский П.Ф., Германчук В.Г., 2000;

Ройт А. и соавт., 2000]. Аналогичные инфекционные защитные тесты предлагаются в качестве первичной скрининговой модели для оценки иммунотоксичности химических веществ [Забродский П.Ф., 1998;

Сидельникова Н.М., 2004;

Василенко О.А., 2004;

Mc Grath J., Wong S., 1987]. В данных тестах оценка показателей летальности животных проводится через несколько суток после инфицирования животных с одновременным введения яда без предварительной иммунизации использованными микроорганизмами или после их введения в иммуногенной дозе.

Проведенные опыты показали (табл.3.1), что острое отравление спиртами и хлорированными углеводородами приводит к увеличению летальности крыс при экспериментальной пневмонии от 18,0% (этанол) до 32,3% (дихлорэтан), снижению ЛД50 Рroteus vulgaris и среднеэффективного времени жизни – Еt50. По степени редукции антиинфекционной НРО токсиканты существенно не отличались, за исключением действия этанола.

Среднее увеличение летальности при действии спиртов и хлорированных углеводородов составляло соответственно 21,6% и 28,6%.

Таблица 3. Влияние острого отравления спиртами и хлорированными углеводородами в дозе 0,75 ЛД50 на летальность крыс от экспериментальной пневмонии (Рroteus vulgaris), ЛД50 Рroteus vulgaris и Еt50 (M+m) ЛД50Рroteus Летальность, % vulgaris,109 микр.

Токсиканты Еt50, ч тел Контроль 20,0+5,2 (60) 2,21+0,07 (60) 18,1+1,1 (60) Метанол 5,0+5,0 (20) _ _ (без введения Рroteus vulgaris) Метанол 44,0+9,9* (25) 1,66+0,13* (25) 12,8+2,3* (25) Этиленгликоль 5,0+4,4 (25) _ _ (без введения Рroteus vulgaris) Этиленгликоль 42,9+10,8** (21) 1,69+0,14* (21) 12,0+2,3* (21) Этанол 8,0+5,4 (20) _ _ (без введения Рroteus vulgaris Этанол 38,0+9,7 (25) 1,78+0,17* (21) 15,5+2,1 (21) Дихлорэтан 7,7+5,2 (26) _ _ (без введения Рroteus vulgaris) Дихлорэтан 52,3+10,9* (21) 1,64+0,14* (21) 11,2+2,5* (21) Тетрахлорметан 8,0+5,4 (25) _ _ (без введения Рroteus vulgaris) Тетрахлорметан 49,0+11,1* (20) 1,67+0,15* (20) 11,7+2,2* (20) Трихлорэтилен 0,0 (12) _ _ (без введения Рroteus vulgaris) Трихлорэтилен 44,4+11,7** (18) 1,70+0,16* (18) 13,1+2,3* (18) Примечание: в скобках - число животных в серии;

*;

**(2) - различие с контролем достоверно р0,05.

Данные табл.3.1 свидетельствуют, что через 48 ч после введения крысам токсикантов в дозе 0,75 LD50 без моделирования экспериментальной инфекции погибало 0,0 – 8,0 % животных (1-2 крысы из серии). Этот уровень летальности практически не влияет на выявленные нами изменения выживаемости животных от экспериментальной инфекции после острого отравления спиртами и хлорированными углеводородами.

Среднеэффективная продолжительность жизни подопытных крыс при действии спиртов снижалась в 1,35 раза, а после отравления хлорированными углеводородами – в 1,51 раза.

Увеличение летальности от экспериментальной инфекции через 2 сут после острой интоксикации спиртами и хлорированными углеводородами может быть связано с редукцией бактерицидной активности сыворотки крови, сывороточной активности лизоцима, тромбоцитарно-катионного белка и фагоцитарно-метаболической активности ПЯЛ [Мартынова Н.А., 1992;

Гребенюк А.Н. и соавт., 1998;

Забродский П. Ф., 2002], системы комплемента и пропердина, изменением активности ГГАС [Горизонтов П.Д., 1981а, 1981б;

Петров Р.В., 1987;

Кузник Б.И. и соавт., 1989;

Ледванов М. Ю., Киричук В.Ф., 1996;

Шмидт Р., Тевс Г., 1996;

Василенко О.А., 2004].

Изменения интегрального состояния НРО под влиянием спиртов и ХУ, вероятно, обусловлены ингибированием многочисленных энзимов, в том числе неспецифических эстераз клеточных элементов, в частности, клеток крови [Хейхоу Ф.Г.Дж., Кваглино Д., 1983;

Забродский П.Ф. и соавт., 1997] как самими токсикантами, так и их высокотоксичными метаболитами (продуктами «летального синтеза») [Румянцев А.П. и соавт., 1981;

Забродский П.Ф., 1999а].

При этом вероятно, помимо снижения продукции неспецифических факторов защиты организма, уменьшается также устойчивость клеток тканей к микроорганизмам и их токсинам [Горизонтов П. Д., 1981б]. Нельзя исключить, что помимо ингибирования эстераз макрофагов, моноцитов и ЕКК редукция НРО обусловлена снижением процессов тканевого дыхания вследствие взаимодействия спиртов, ХУ и их продуктов биотрансформации с ферментами тканевого дыхания митохондрий клеток крови [Ротенберг Ю.С., 1982;

Забродский П. Ф., 1998;

Parry M.F., Wallach M.D., 1974;

Jackson I. C. et al., 1986;

Gabon P.A., 1986] и уменьшением окислительного фосфорилирования (синтеза АТФ) [Голиков С.Н. и соавт., 1986] в ПЯЛ, обеспечивающих НРО, и других клетках организма. Это приводит к снижению устойчивости тканей, в частности, тканей легких к развитию воспаления и сепсиса.

Существуют основания считать, что выявленное увеличение летальности и сопряженное с ней уменьшение величин ЛД50 Proteus vulgaris и значений Еt50, свидетельствующие о снижении антиинфекционной НРО под влиянием острого отравления спиртами и хлорированными углеводородами, могут быть обусловлены редукцией основных гуморальных и клеточных факторов неспецифической защиты организма, связанной с мембранотоксическим действием ядов [Голиков С.Н. и соавт., 1986].

Следует учитывать, что на устойчивость животных к инфекции оказывают влияние симпатический и парасимпатический отделы вегетативной нервной системы, функциональное состояние ГГАС [Забродский П.Ф., 1998;

Петрусенко Г.П., Тумилович М.К., 2004;

Madden K.S. et al., 1991;

Rinner I. et al., 1995].

Для более полного представления о характере изменения НРО под влиянием спиртов и хлорированных углеводородов в следующем разделе представлены результаты исследования изменений основных гуморальных и клеточных факторов НРО под влиянием токсикантов: БАСК, сывороточного содержания лизоцима, тромбоцитарного катионного белка, комплемента и фагоцитарно-метаболической активности нейтрофилов.

Таким образом, под влиянием метанола, этиленгликоля, этанола, дихлорэтана, тетрахлорметана и трихлорэтилена происходит однотипный характер редукции интегральной антиинфекционной неспецифической резистентности организма.

3.2. Влияние спиртов и хлорированных углеводородов на бактерицидную активность сыворотки крови Бактерицидная активность сыворотки крови является интегральным показателем естественной способности крови к самоочищению от микроорганизмов. БАСК связана с неспецифическими факторами защиты организма и является одним из параметров, используемых для изучения влияния химических соединений на организм [Шафеев М. Ш., 1976, 1978;

Евсеев В. А., Магаева Е. В., 1985;

Забродский П. Ф., 1986, 2002;

Агапов В.И.

и соавт., 2004]. Данный показатель является чувствительным тестом для выявления ранних изменений в организме под влиянием токсических веществ [Бухарин О. В. и соавт., 1985]. Это доказано и более поздними исследованиями [Забродский П. Ф., 1998;

Василенко О.А., 2004;

Агапов В.И.

и соавт., 2004;

Сидельникова Н.М., 2004].

Результаты исследования БАСК, проводившиеся на беспородных белых крысах, под влиянием острой интоксикации спиртами и хлорированными углеводородами в дозе 0,75 ЛД50 представлены в табл. 3.2.

Таблица 3. Изменение бактерицидной активности сыворотки крови крыс под влиянием острого отравления спиртами и хлорированными углеводородами (0,75 ЛД50) через 1-9 сут, % (M+m) Токсиканты Срок наблюдения, сут 1 3 6 Контроль 85,7+3,2 (42) Метанол 61,4+5,3* 60,1+5,0* 73,3+4,8* 81,4+4, Этиленгликоль 67,3+5,0* 72,3+4,9* 76,0+5,3 88,1+3, Этанол 72,5+5,5* 75,9+5,3 75,5+4,6 83,3+4, Дихлорэтан 51,9+5,1* 60,3+5,2* 71,2+4,4* 74,3+4, Тетрахлорметан 54,6+5,2* 67,9+4,8* 70,0+5,0* 75,0+5, Трихлорэтилен 64,7+5,8* 63,2+5,2* 73,1+4,7* 84,5+5, Примечание: в скобках – число крыс;

в каждой серии использовалось 14-20 животных;

* различие с контролем достоверно р0,05.

Представленные данные свидетельствуют о том, что все использованные токсиканты приводили к существенной редукции БАСК в дозе 0,75 ЛД50.

Через 1 сут метанол, этиленгликоль, этанол, дихлорэтан, тетрахлорметан и трихлорэтилен снижали исследованный параметр соответственно в 1,40;

1,27;

1,18;

1,65;

1,57 и 1,32 раза (р0,05). В последующее время через 3 и 6 сут сохранялась супрессия БАСК при действии спиртов и хлорированных углеводородов. Так, спирты и хлорированные углеводороды через 3 сут снижали показатель в среднем соответственно в 1,25 и 1,35 раза (р0,05). К 9 сут после действия токсикантов отмечалось восстановление БАСК до контрольного уровня. При этом сохранялась тенденция к снижению показателя при действии дихлорэтана и тетрахлорметана. По степени снижения БАСК ТХВ в порядке уменьшения эффекта располагались в последовательности: хлорированные углеводороды – метанол этиленгликоль – этанол.

Снижение БАСК, которая определяется активностью лизоцима, ТКБ, комплемента и других факторов, под влиянием спиртов и хлорированных углеводородов может быть связано с нарушением синтеза данных антибактериальных ферментов, уменьшением их активности и/или секреции из клеток крови. Можно предположить, что БАСК уменьшается также вследствие взаимодействия и последующей инактивации метаболитов спиртов и хлорированных углеводородов с пептидными антибиотиками, синтезируемыми организмом животных и человека. Эти антибиотики, действующие на Е.Соli, Salmonella typhimurium, Streptococcus pyogenes и другие микроорганизмы, открыты и изучены в начале 90-х годов последнего столетия [Boman H.G., 1995].


Оценка БАСК после острого отравления наиболее токсичными из рассматриваемой группы ТХВ метанолом и дихлорэтаном показала прямо связанное с дозой уменьшение данного параметра через 1 сут после отравления (рис. 3.1). Вполне логично полагать, что такой же характер дозозависимого эффекта присущ и другим спиртам и хлорированным углеводородам.

К К 80 * * 70 * 60 * 0,25 0,5 0,75 0,25 0,5 0, М ДХЭ Рис. 3.1. Изменение бактерицидной активности сыворотки крови крыс после острого отравления метанолом (М) и дихлорэтаном (ДХЭ) в зависимости от дозы через 1 сут (M+m).

По оси абсцисс: ЛД50;

по оси ординат: %;

К – контроль (n=42);

в каждой серии использовалось 14-20 животных;

* - различие с контролем достоверно р0,05.

Таким образом, под влиянием спиртов и хлорированных углеводородов происходит дозозависимая редукция БАСК в течение 6-9 сут. По степени снижения параметра токсиканты в порядке уменьшения эффекта располагались в следующей последовательности: хлорированные углеводороды – метанол - этиленгликоль – этанол.

3.3. Сывороточная активность лизоцима при остром действии спиртов и хлорированных углеводородов Лизоцим (мурамидаза) - один из важных факторов неспецифической защиты организма. Это термостабильный кристаллический белок типа муколитического энзима с молекулярной массой от 10000 до 25000 Д.

Содержится во многих секретах, жидкостях и тканях [Диксон М., Уэбб Э., 1982]. Ферментативная специфичность лизоцима заключается в разрушении связи между N-ацетилмураминовой кислотой и N-ацетилглюкозамином в мукополисахариде, образующем оболочку многочисленных микроорганизмов, особенно грамположительных. Образующиеся гликопептиды обладают адъювантной активностью, стимулируют продукцию антител, повышают митотическую активность иммуноцитов, индуцируют гиперчувствительность замедленного типа. Источником лизоцима являются нейтрофильные гранулоциты и моноциты [Бухарин О.В., Васильев Н.В., 1974;

Гембицкий Е.В. и соавт., 1987]. Некоторые иммунологические реакции связаны с активностью лизоцима. Так, комплекс "IgA-антиген" проявляет антибактериальную и нейтрализующую активность после активации комплементом только в присутствии мурамидазы [Nouragargh S., Holt J.R.S., 1986].

Использование показателя лизоцимной активности для оценки неблагоприятного действия химических факторов на организм свидетельствуют о высокой чувствительности данного теста [Измеров Н.Ф., и соавт., 1977;

Бухарин О. В. и соавт., 1985;

Генес В. С. и соавт.,1981;

Забродский П. Ф., 1998;

Агапов В.И. и соавт., 2004;

Сидельникова Н.М., 2004]. Как правило, химические соединения вызывают снижение лизоцимной активности сыворотки крови [Забродский П.Ф., 1999б;

2002;

Агапов В.И. и соавт., 2004;

Василенко О.А., 2004]. Однако свидетельством отрицательного воздействия ксенобиотиков на организм может являться также и кратковременное повышение содержания лизоцима в крови [Барштейн Ю. А.

и соавт., 1991].

Проведенные эксперименты показали (табл. 3.3), что спирты и хлорированные углеводороды приводили к существенному снижению сывороточной активности лизоцима в дозе 0,75 ЛД50.

Таблица 3. Изменение активности лизоцима сыворотки крови крыс под влиянием острого отравления спиртами и хлорированными углеводородами (0,75 ЛД50) через 1-9 сут, мг/л (M+m) Токсиканты Срок наблюдения, сут 1 3 6 Контроль 8,7+0,3 (42) Метанол 5,9+0,5* 6,1+0,6* 6,3+0,7** 8,4+0, Этиленгликоль 6,2+0,6** 6,6+0,5** 7,1+0,6 8,1+0, Этанол 7,1+0,7** 7,9+0,7 7,5+0,7 8,3+0, Дихлорэтан 4,8+0,5* 6,0+0,6* 6,5+0,5** 8,0+0, Тетрахлорметан 5,2+0,5* 6,2+0,4* 6,6+0,5** 7,5+0, Трихлорэтилен 5,4+0,6* 6,3+0,5* 6,4+0,6** 8,5+0, Примечание: в скобках – число крыс;

в каждой серии использовалось 14-20 животных;

*;

**- различие с контролем достоверно - р0,05 (*;

** - для расчета достоверности различий использовали соответственно t –критерий Стьюдента и непараметрический критерий U Вилкоксона - Манна - Уитни).

Представленные в табл. 3.3 данные свидетельствуют о том, что через сут метанол, этиленгликоль, этанол, дихлорэтан, тетрахлорметан и трихлорэтилен уменьшали исследованный параметр соответственно в 1,47;

1,40;

1,22;

1,81;

1,67 и 1,61 раза (р0,05). В дальнейшем через 3 и 6 сут сохранялась супрессия активности лизоцима при действии спиртов и хлорированных углеводородов. Так, спирты и хлорированные углеводороды через 3 сут снижали показатель в среднем соответственно в 1,28 и 1,41 раза.

К 9 сут после действия токсикантов отмечалось восстановление лизоцимной активности сыворотки крови до контрольного значения. При этом сохранялась выраженная тенденция к снижению показателя при действии тетрахлорметана, что, вероятно, обусловлено особенностями токсикокинетики тетрахлорметана, связанными со способностью данного хлорированного углеводорода к более длительному депонированию в органах, богатых липидами, по сравнению с дихлорэтаном, трихлорэтиленом и спиртами [Тиунов Л.А., 1990б;

Маркизова Н.Ф. и соавт., 2001,2004].

По степени редукции активности лизоцима токсиканты в порядке уменьшения эффекта располагались в последовательности: хлорированные углеводороды – метанол - этиленгликоль – этанол.

Исследование сывороточной активности лизоцима после острого отравления наиболее токсичными из рассматриваемой группы токсикантов метанолом и дихлорэтаном показало прямо связанное с дозой снижение данного параметра через 1 сут после отравления (рис. 3.2). Существуют основания полагать, что такой же характер дозозависимого эффекта присущ и другим спиртам и хлорированным углеводородам.

К 8 К * 7 * * 6 * 0,25 0,5 0,75 0,25 0,5 0, М ДХЭ Рис. 3.2. Изменение активности лизоцима сыворотки крови крыс после острого отравления метанолом и дихлорэтаном в зависимости от дозы через сут (M+m).

По оси абсцисс: ЛД50;

по оси ординат: мг/л;

К – контроль (n=42);

в каждой серии использовалось 14-20 животных;

* - различие с контролем достоверно - р0,05.

Редукция активности лизоцима под влиянием спиртов и хлорированных углеводородов, вероятно, связана с ингибированием неспецифических эстераз клеток крови, а также вследствие эффекта токсикантов и их метаболитов, ингибирующих многочисленные биохимические реакции [Ефремов А.М., 1976а, 1976б;

Забродский П.Ф., 2002]. Редукция синтеза лизоцима может происходить также вследствие воздействия продуктов биотрансформации спиртов и ХУ на ДНК, что приводит к нарушению нуклеинового обмена [Голиков С.Н. и соавт., 1986;

Тиунов Л.А., 1990а, 1990б].

Таким образом, под влиянием спиртов и хлорированных углеводородов происходит прямо связанное с дозой уменьшение активности лизоцима в сыворотке крови. По степени снижения параметра токсиканты в порядке уменьшения эффекта располагались в последовательности: хлорированные углеводороды – метанол - этиленгликоль – этанол. Сывороточная активность лизоцима после острого действия токсикантов восстанавливается к 9 сут.

3.4. Активность тромбоцитарного катионного белка в сыворотке крови Одним из факторов сохранения и поддержания неспецифической резистентности организма является тромбоцитарный катионный белок сыворотки крови, ранее известный как -лизин [Бухарин О. В и соавт., 1977;

-лизин 1985;

1998]. - бактерицидное вещество сыворотки крови, избирательно активное в отношении грамположительных микроорганизмов и спорообразующих бацилл. Существует гипотеза, согласно которой активность -лизина регулируется гипоталамо-гипофизарной системой [Бухарин О.В., Васильев Н.В., 1977]. Как правило, отмечается угнетение активности данного фактора НРО при острой и хронической интоксикациях [Забродский П.Ф., 2002;

Агапов В.И. и соавт.,2004;

Сидельникова Н.М.,2004].

Острая интоксикация спиртами и хлорированными углеводородами в дозе 0,75 ЛД50 вызывала существенное снижению активности ТКБ, за исключением действия этанола (табл.3.4). Через 1 сут метанол, этиленгликоль, дихлорэтан, тетрахлорметан и трихлорэтилен снижали исследованный параметр соответственно в 1,26;

1,22;

1,56;

1,36 и 1,27 раза (р0,05). В последующее время через 3 и 6 сут сохранялась супрессия активности ТКБ при действии спиртов и хлорированных углеводородов. Так, спирты и хлорированные углеводороды через 3 сут снижали параметр в среднем соответственно в 1,19 и 1,30 раза (р0,05). К 9 сут после действия ТХВ отмечалось восстановление активности ТКБ до контрольного уровня.

При этом сохранялась тенденция к снижению показателя при действии дихлорэтана и тетрахлорметана. Степень снижения активности ТКБ хлорированными углеводородами превышала редукцию ее спиртами.

Таблица 3. Изменение активности тромбоцитарного катионного белка в сыворотке крови крыс под влиянием острого отравления спиртами и хлорированными углеводородами (0,75 ЛД50) через 1-9 сут, % (M+m) Срок наблюдения, сут Токсиканты 1 3 6 Контроль 65,4+2,3 (40) Метанол 51,9+3,8* 51,5+4,4* 56,2+4,4 63,6+4, Этиленгликоль 53,5+3,7* 54,7+4,3* 58,0+4,7 66,7+4, Этанол 57,0+4,1 59,8+4,7 60,2+4,5 67,4+4, Дихлорэтан 42,5+4,2* 48,2+4,2* 51,2+4,0* 60,1+4, Тетрахлорметан 47,7+3,9* 50,3+4,0* 54,0+4,8* 63,6+4, Трихлорэтилен 51,5+4,4* 52,6+4,6* 55,9+4,3 63,6+4, Примечание: в скобках – число крыс;

в каждой серии использовалось 14-20 животных;

* различие с контролем достоверно р0,05.

Исследование сывороточной активности ТКБ после острого отравления наиболее ядовитыми из рассматриваемой группы токсикантов метанолом и дихлорэтаном показало прямо связанное с дозой снижение данного параметра через 1 сут после отравления (рис. 3.3). Можно считать, что такой же дозозависимый эффект характерен и для других спиртов и хлорированных углеводородов.


Снижение сывороточной активности ТКБ может быть связано с токсическим действием спиртов, хлорированных углеводородов и их метаболитов на его синтез и выделение тромбоцитами [Бухарин О.В., 1974, 1985;

Забродский П.Ф., 1999а;

2002;

Сидельникова Н.М., 2004].

К К 60 * * * * 50 * 0,25 0,5 0,75 0,25 0,5 0, М ДХЭ Рис. 3.3. Изменение содержания тромбоцитарного катионного белка в сыворотке крови крыс после острого отравления метанолом и дихлорэтаном в зависимости от дозы через 1 сут (M+m).

По оси абсцисс: ЛД50;

по оси ординат: %;

К – контроль (n=40);

в каждой серии использовалось 14-20 животных;

* - различие с контролем достоверно р0,05.

Механизм супрессии активности ТКБ (-лизина), видимо, обусловлен нарушением функции тромбоцитов в результате взаимодействия с сульфгидрильными и аминогруппами ферментов высокотоксичных продуктов биотрансформации метанола (формальдегида и муравьиной кислоты), этиленгликоля (гликолевого альдегида, гликолевой, глиоксиловой, муравьиной и щавелевой кислот), дихлорэтана (2-хлорэтанола, хлорацетальдегида, хлоруксусной кислоты) тетрахлорметана (ССl+3;

O-O-CCl;

HO-OCCCl3;

HO-CCl3+ и др.), трихлорэтилена (дихлоруксусной кислоты, трихлорацетальдегида, трихлоруксусной кислоты, трихлорэтанола, N (гидроксиацетил)этаноламина, трихлорэтандиола, щавелевой кислоты), ингибированием тканевого дыхания и окислительного фосфорилирования [Ротенберг Ю.С., 1980, 1982;

Голиков С.Н. и соавт., 1986;

Gabon P.A., 1986;

Iokobsen D.,1984], инициацией перекисного окисления липидов [Голиков С.Н.

и соавт., 1986;

Забродский П.Ф. и соавт., 2004а, 2004б;

Василенко О.А., 2004].

Нарушение продукции ТКБ, вероятно, наряду с действием спиртов, хлорированных углеводородов и их метаболитов на клеточном уровне может быть обусловлено изменением активности ГГАС [Бухарин О.В. и соавт., 1974, 1998;

Забродский П.Ф., 2002].

Таким образом, под влиянием спиртов и хлорированных углеводородов происходит прямо связанное с дозой уменьшение активности ТКБ в сыворотке крови. Активность ТКБ в крови после острого действия токсикантов восстанавливается к 9 сут. Степень снижения активности ТКБ хлорированными углеводородами превышала редукцию ее спиртами.

3.5. Комплементарная активность сыворотки крови Известно, что комплемент представляет собой сложную биологическую систему из 20 компонентов, активация которой может иметь два основных последствия: необратимое повреждение мембран чужеродных клеток и активация специфических функций иммуноцитов. Система комплемента играет важную роль в защите организма от инфекции, принимая участие в неспецифической и иммунологической резистентности организма [Кульберг А.Я., 1986;

Осипов С.Г., Титов В.Н., 1984;

Kondo M. et al., 1986]. Различные фрагменты 3-го компонента комплемента (СЗ) оказывают селективное действие на разные субпопуляции лимфоцитов и могут моделировать иммунный ответ на многих уровнях, включая рециркуляцию, переработку антигена, пролиферацию и дифференцировку клеток [Петров Р.В., 1987;

Ройт А., 1991;

Kondo M. et al., 1986]. Токсичные химические соединения, как правило, снижают активность комплемента [Голиков С.Н. и соавт., 1986;

Забродский П.Ф., 1993;

1998;

2002].

В проведенных нами экспериментах зарегистрировано снижение активности комплемента под влиянием метанола, этиленгликоля, дихлорэтана, тетрахлорметана и трихлорэтилена только в течение 1-3 сут после отравления (табл.3.5).

Таблица 3. Изменение сывороточной активности комплемента крыс под влиянием острого отравления спиртами и хлорированными углеводородами (0,75 ЛД50) через 1-9 сут, % (M+m) Токсиканты Срок наблюдения, сут 1 3 6 Контроль 49,3+1,3 (39) Метанол 43,2+2,0* 45,3+2,6 46,4+2,1 48,4+2, Этиленгликоль 44,0+2,1* 46,7+2,5 46,4+2,4 49,8+2, Этанол 46,1+2,3 47,0+2,4 45,7+2,6 51,1+2, Дихлорэтан 40,1+3,0* 45,4+2,3 47,3+2,0 50,5+2, Тетрахлорметан 42,4+2,9* 46,8+3,1 45,1+2,9 48,2+3, Трихлорэтилен 39,9+3,1* 43,0+3,0 49,7+4,0 53,8+3, Примечание: в скобках – число крыс;

в каждой серии использовалось 14-20 животных;

* различие с контролем достоверно р0,05.

Максимальное снижение показателя отмечалось при действии трихлорэтилена и дихлорэтана и составляло по сравнению с контролем (принятым за 100%) 14- 19%.

Оценка активности комплемента крыс после острого отравления наиболее токсичными из рассматриваемой группы ТХВ метанолом и дихлорэтаном показала слабо выраженный дозозависимый эффект этих ядов через 1 сут после отравления (рис. 3.4). Вполне логично полагать, что такой же характер дозозависимого токсического эффекта присущ и другим спиртам и хлорированным углеводородам.

Данные литературы свидетельствуют, что ряд компонентов системы комплемента обладают эстеразной активностью [Кульберг А.Я., 1985;

Becker E.Z. еt al., 1967, 1976]. Дихлорэтан, тетрахлорметан, и, вероятно, трихлорэтилен способны ее существенно снижать [Тиунов Л.А., 1990а, 1990б;

Забродский П.Ф. и соавт., 1997, 2004б], вызывая редукцию системы комплемента. Можно предположить, что слабо выраженным влиянием на ферменты системы комплемента могут обладать метаболиты спиртов.

К К * * 0,25 0,5 0,75 0,25 0,5 0, М ДХЭ Рис. 3.4. Изменение сывороточной активности комплемента крыс после острого отравления метанолом и дихлорэтаном в зависимости от дозы через сут (M+m).

По оси абсцисс: ЛД50;

по оси ординат: %;

К – контроль (n=39);

в каждой серии использовалось 14-20 животных;

* - различие с контролем достоверно р0,05.

Незначительное влияние острой интоксикации спиртами и хлорированными углеводородами на активность комплемента, исходя из данных литературы [Кульберг А.Я., 1985, 1986;

Kondo M. еt al., 1986], может быть объяснено тем, что система комплемента представляет собой сложную многокомпонентную биологическую систему, для нарушения которой действие яда должно быть направлено на определенные ключевые ее энзимы (то есть должна быть обеспечена специфичность). Кроме того, такая сложная система способна к саморегуляции в случаях воздействия химических и физических факторов, которая не превышает возможности системы сохранить свою функцию. Эта система высокодинамична и биосинтез ее компонетов с большой скоростью осуществляется в клетках паренхимы печени и моноцитарно-макрофагальной системы [Хаитов Р.М. и соавт., 2000].

Таким образом, под влиянием спиртов и хлорированных углеводородов через 1-3 сут после отравления происходит незначительная редукция активности системы комплемента. Дозозависимый токсический эффект ядов слабо выражен.

3.6. Фагоцитарная активность нейтрофилов Фагоцитоз относится к клеточному фактору НРО. Процесс фагоцитоза осуществляется микрофагами (гранулоцитами) и макрофагами (моноцитами крови, клетками пульпы селезенки, эндотелия кровеносных сосудов, полибластами, гистиоцитами и др.) [Solberg C. O., 1984] и представляет собой сложный многоступенчатый процесс [Хаитов Р.Я., Пинегин Б.В., 1995;

Ледванов М.Ю., Киричук В.Ф., 1996;

Гребенюк А.Н. и соавт., 1998;

Hong R., 1984;

Elsbach P., Weise J., 1985;

Nouragargh S., Holt J.R.S., 1986]. Помимо действия ферментов уничтожение чужеродной клетки может осуществляться путем "дыхательного" (кислородного) взрыва [Nogueira N., 1984]. В настоящее время получены данные, свидетельствующие о том, что в фагоцитарной реакции активное участие принимают радикал оксида азота (NO), макрофаги, продуцирующие ИЛ-1, ИЛ-6, ИЛ-8, ИЛ-12 и ТNF- ( фактор некроза опухоли), простагландины, лейкотриен В4 (LTB4), фактор, активирующий тромбоциты. Нейтрофилы синтезируют и выделяют в кровь ТNF- и ИЛ-12, а также хемокин ИЛ-8 [Гребенюк А.Н. и соавт., 1998;

Хаитов Р. М. и соавт., 2000]. При остром действии токсикантов, как правило, отмечается снижение функции макрофагов и нейтрофилов [Шубик В.М., 1976;

Забродский П.Ф. 1998;

Агапов В.И. и соавт., 2004]. Однако в ряде случаев отмечается кратковременная активация фагоцитарной активности [Шубик В.М., 1976;

Забродский П.Ф., 1998, 2002], в частности, увеличение катионных белков в нейтрофилах крыс после острой интоксикации дихлорэтаном в дозе 0,1 ЛД50 [Давыдова Е.В. и соавт., 2004а].

В опытах на крысах нами показано (табл. 3.6), что под влиянием острой интоксикации различными спиртами и хлорированными углеводородами (0,75 ЛД50) фагоцитарно-метаболическая активность нейтрофилов (ФМАН) существенно снижалась.

Таблица 3. Изменение фагоцитарно-метаболической активности ПЯЛ крыс под влиянием острого отравления спиртами и хлорированными углеводородами (0,75 ЛД50) через 1-9 сут (M+m) Токсиканты Срок наблюдения, сут 1 3 6 ФИ 27,5+0, Контроль ФЧ 1,4+0, (41) НСТ сп 0,26+0, НСТ инд 0,57+0, ФИ 19,1+2,3* 22,0+2,1* 24,8+2,6 28,4+2, Метанол ФЧ 0,8+0,2* 0,9+0,2* 1,2+0,2 1,6+0, НСТ сп 0,14+0,02* 0,14+0,02* 0,19+0,02* 0,22+0, НСТ инд 0,25 +0,04* 0,20 +0,04* 0,47+ 0,03* 0,55+0, ФИ 21,9+2,4* 22,0+2,1* 24,8+2,6 28,4+2, ЭГ ФЧ 0,9+0,2* 1,0+0,2 1,3+0,2 1,5+0, НСТ сп 0,16+0,03* 0,14+0,02* 0,19+0,02* 0,22+0, НСТ инд 0,37+0,03* 0,45 +0,02* 0,49+ 0,03* 0,58+0, ФИ 23,1+2,2 25,0+2,4 28,0+2,9 29,1+2, Этанол ФЧ 0,9+0,2* 1,1+0,3 1,4+0,2 1,6+0, НСТ сп 0,19+0,03* 0,21+0,03 0,28+0,03 0,27+0, НСТ инд 0,48+0,04* 0,52 +0,04 0,56+ 0,04 0,60+0, ФИ 15,0+1,9* 20,0+1,9* 22,4+2,3* 26,3+2, ДХЭ ФЧ 0,5+0,2* 0,7+0,2* 1,0+0,2 1,3+0, НСТ сп 0,11+0,02* 0,13+0,02* 0,17+0,02* 0,23+0, НСТ инд 0,21 +0,04* 0,19 +0,04* 0,39+ 0,03* 0,54+0, ФИ 18,2+1,7* 21,4+1,8* 22,0+2,2* 22,5+2, ТХМ ФЧ 0,7+0,2* 0,8+0,2* 1,1+0,2 1,2+0, НСТ сп 0,14+0,02* 0,15+0,02* 0,20+0,02* 0,22+0, НСТ инд 0,26 +0,04* 0,22 +0,04* 0,43+ 0,03* 0,48+0, ФИ 22,0+2,2* 23,0+2,3 25,3+2,4 27,9+2, ТХЭ ФЧ 0,9+0,2* 0,9+0,2* 1,5+0,3 1,7+0, НСТ сп 0,18+0,03* 0,20+0,02* 0,22+0,03 0,25+0, НСТ инд 0,35+0,04* 0,40 +0,04* 0,52+ 0,04 0,59+0, Примечание: ФИ, ФЧ – соответственно фагоцитарный индекс, фагоцитарное число;

НСТ – НСТ-тест спонтанный и индуцированный – индекс активности ПЯЛ;

в скобках – число крыс;

в каждой серии использовалось 7-10 животных;

* - различие с контролем достоверно р0,05.

Действие метанола, этиленгликоля, дихлорэтана и тетрахлорметана приводило к существенной редукции двух-трех из четырех исследованных показателей ФМАН (фагоцитарного индекса, фагоцитарного числа;

НСТ теста спонтанного и индуцированного) в течение 1-6 сут. ФМАН под влиянием этанола и трихлорэтилена изменялась в течение соответственно 1 и 3 сут. Максимальное снижение ФМАН зарегистрировано после отравления дихлорэтаном, минимальное – после действия этанола. Так, спонтанный НСТ-тест под влиянием дихлорэтана и этанола через 1 сут снижался соответственно в 2,36 и 1,37 раза (р0,05). Восстановление показателей при токсическом действии метанола, этиленгликоля, дихлорэтана и тетрахлорметана отмечалось к 9 сут. Следует отметить, что только после действия тетрахлорметана наблюдалась выраженная тенденция к снижению ФМАН через 9 сут, что обусловлено способностью данного токсиканта к более длительному депонированию в органах, богатых липидами, по сравнению с дихлорэтаном, трихлорэтиленом и спиртами [Тиунов Л.А., 1990а, 1990б;

Маркизова Н.Ф. и соавт., 2001].

По степени редукции ФМАН токсиканты в порядке уменьшения эффекта располагались в последовательности: дихлорэтан – тетрахлорметан трихлорэтилен – метанол - этиленгликоль – этанол.

Анализируя изменение ФМАН, следует отметить, что характер изменений показателей при действии спиртов и хлорированных углеводородов практически не отличался. Менее токсичные соединения трихлорэтилен и этанол вызывали более кратковременные и менее выраженные сдвиги параметров ФМАН.

Похожий характер изменений ФМАН был обнаружен в экспериментах с пероральным отравлением дихлорэтаном [Давыдова Е.В. и соавт., 1995] и при обследовании пациентов с отравлениями суррогатами алкоголя [Романенко О.И., Гребенюк А.Н., 1997;

Сосюкин А.Е. и соавт., 1997].

Несмотря на различные специфические механизмы действия метанола и дихлорэтана, проявление их токсичности на уровне ПЯЛ, как и в проведенных нами опытах, было сходным [Гребенюк А.Н., Романенко О.И., 1996].

Исследование ФМАН после острого отравления наиболее токсичными из рассматриваемой группы токсикантов метанолом и дихлорэтаном показало прямо связанное с дозой снижение данного параметра через 1 сут (табл. 3.7).

Существуют основания полагать, что такой же характер дозозависимого эффекта в исследованном диапазоне доз присущ и другим спиртам и хлорированным углеводородам [Гребенюк А.Н. и соавт., 1998].

Таблица 3. Изменение фагоцитарно-метаболической активности ПЯЛ крыс после острого отравления метанолом и дихлорэтаном в зависимости от дозы через 1 сут, % (M+m) Доза, ЛД50 Метанол Дихлорэтан ФИ 27,5+0, Контроль ФЧ 1,4+0, (41) НСТ сп 0,26+0, НСТ инд 0,57+ 0, ФИ 23,0+2,1 20,1+2,0* 0,25 ФЧ 1,2+0,2 0,9+0,2* НСТ сп 0,20+0,02* 0,18+0,03* НСТ инд 0,52 +0,04 0,45 +0,04* ФИ 20,3+2,1* 18,1+1,8* 0,5 ФЧ 0,9+0,2* 0,7+0,2* НСТ сп 0,17+0,02* 0,17+0,02* НСТ инд 0,37 +0,04* 0,30 +0,04* ФИ 19,1+2,3* 15,0+1,9* 0,75 ФЧ 0,8+0,2* 0,5+0,2* НСТ сп 0,14+0,02* 0,11+0,02* 0,21 +0,04* НСТ инд 0,25 +0,04* Примечание: в скобках – число крыс;

в каждой серии использовалось 14-20 животных;

* различие с контролем достоверно р0,05.

Данные, полученные в НСТ-тесте, свидетельствуют, что действие спиртов и хлорированных углеводородов на ФМАН реализуется вследствие взаимодействия токсикантов и их метаболитов с НАДФ·Н, НАДФ+. Это подтверждают данные литературы [Румянцев А.П. и соавт., 1981;

Брызгина Т.М., 1989]. Действие спиртов, хлорированных углеводородов и их метаболитов может быть также связано с ингибированием ФАД+, ФАД·Н, восстановленным и окисленным убихиноном и цитохромом b245 лейкоцитов или иными механизмами нарушения функционирования НАДФ·Н оксидазного комплекса нейтрофилов. Кроме кислородзависимых антиинфекционных систем фагоцитоза, спирты, хлорированные углеводороды и продукты их биотрансформации, вероятно, поражают и кислороднезависимые микробицидные системы фагоцитов [Гребенюк А.Н. и соавт., 1998]. Это доказано в опытах Е.В. Давыдовой и соавт. (2004а, 2004б), результаты которых свидетельствуют о снижении внутриклеточного содержания катионных белков в нейтрофилах крыс после острой интоксикации дихлорэтаном в дозе 1,0 ЛД50.

Существенное значение в угнетении ФМАН может иметь дисфункция ГГАС под влиянием спиртов и хлорированных углеводородов, приводящая к изменению чувствительности микро- и макрофагов к микроорганизмам, в результате чего угнетается их цитотоксичность [Тихонов В. Н., 1981;

Маянский А. Н., Маянский Д. Н., 1983;

Петров Р. В., 1987;

Брюхин Г. В., Михайлова Г. И., 1990;

Гребенюк А.Н. и соавт., 1998]. Так, показано, что глюкокортикоиды снижаю суммарную фагоцитарную активность фагоцитов крыс. Причем существенную роль в данном феномене играет адреналин [Шилов Ю.И., Ланин Д.В., 2001]. Кроме того, нарушение активности ФМАН может быть связано с мембранотоксическим действием спиртов и хлорированных углеводородов, инициацией ПОЛ мембран нейтрофилов, их взаимодействием с сульфгидрильными, гидроксильными и другими группами мембран фагоцитов, нарушением функции ферментов тканевого дыхания митохондрий ПЯЛ [Ротенберг Ю.С., 1980, 1982;

Голиков С.Н. и соавт., 1986;

Забродский П.Ф., 1998, 2002;

Gabon P.A., 1986;

Iokobsen D.,1984]. Не исключено ингибирование неспецифической эстеразы нейтрофилов хлорированными углеводородами и их метаболитами [Забродский П.Ф. и соавт., 1997, 2000;

Li C.G. еt al., 1983]. Один из метаболитов дихлорэтана – хлоруксусная кислота – является сильным митохондриальным ядом, ингибитором цикла трикарбоновых кислот (тканевого дыхания) клеток ММС [Маркизова Н.Ф. и соавт., 2004].

Таким образом, под влиянием спиртов и хлорированных углеводородов происходит дозозависимое снижение ФМАН в течение 1-3 сут (этанол), 3- сут (трихлорэтилен) и до 9 сут (метанол, этиленгликоль, дихлорэтан, тетрахлорметан). Максимальное снижение ФМАН зарегистрировано после отравления дихлорэтаном, минимальное – после действия этанола. По степени редукции ФМАН токсиканты в порядке уменьшения токсического эффекта располагались в последовательности: дихлорэтан - тетрахлорметан – трихлорэтилен – метанол - этиленгликоль – этанол.

Резюме Подводя итог данной главе можно заключить, под влиянием метанола, этиленгликоля, этанола, дихлорэтана, тетрахлорметана и трихлорэтилена происходят однотипные изменения интегральной антиинфекционной НРО, выраженные в ее снижении.

При остром токсическом действии спиртов и хлорированных углеводородов происходит дозозависимая редукция БАСК в течение 6-9 сут.

По степени снижения параметра токсиканты в порядке уменьшения эффекта располагались в следующей последовательности: хлорированные углеводороды – метанол - этиленгликоль – этанол.

Острая интоксикация спиртами и хлорированными углеводородами вызывает прямо связанное с дозой уменьшение активности лизоцима в сыворотке крови. По степени снижения параметра токсиканты в порядке уменьшения эффекта располагались в последовательности: хлорированные углеводороды – метанол - этиленгликоль – этанол. Сывороточная активность лизоцима после острого действия токсикантов восстанавливается к 9 сут.

Под влиянием острого отравления спиртами и хлорированными углеводородами происходит прямо связанное с дозой уменьшение активности ТКБ в сыворотке крови. Активность ТКБ в крови после острого действия токсикантов восстанавливается к 9 сут. Степень снижения активности ТКБ при интоксикации хлорированными углеводородами превышает редукцию ее спиртами.

Спирты и хлорированные углеводороды через 1-3 сут после отравления вызывают незначительную редукцию активности системы комплемента.

Дозозависимый эффект ядов выражен незначительно.

При остром отравлении спиртами и хлорированными углеводородами происходит дозозависимое снижение ФМАН в течение 1-3 сут (этанол), 3- сут (трихлорэтилен) и до 9 сут (метанол, этиленгликоль, дихлорэтан, тетрахлорметан). Максимальное снижение ФМАН зарегистрировано после отравления дихлорэтаном, минимальное – после действия этанола. По степени редукции ФМАН токсиканты в порядке уменьшения токсического эффекта располагались в последовательности: дихлорэтан - тетрахлорметан – трихлорэтилен – метанол - этиленгликоль – этанол.

ГЛАВА 4.

ТОКСИЧЕСКОЕ ДЕЙСТВИЕ СПИРТОВ И ХЛОРИРОВАННЫХ УГЛЕВОДОРОДОВ НА СОДЕРЖАНИЕ ИММУНОЦИТОВ В ЛИМФОИДНЫХ ОРГАНАХ 4.1. Влияние спиртов и хлорированных углеводородов на миграцию колониеобразующих единиц в селезенку Примитивные стволовые кроветворные клетки (СКК) в культуре созревают до стадии колониеобразующей единицы селезенки (КОЕс) за 4- недель. Несмотря на то, что ни КОЕс и ни одна из категорий клеток, способных к колониеобразованию в культуре, не относятся к классу примитивных СКК [Чертков И.Л. и соавт.,1990], тем не менее, согласно теории клональной саксессии (последовательная смена кроветворных клонов в результате последовательного созревания одной за другой СКК), число КОЕс, мигрировавших из костного мозга (КМ) в селезенку, в определенной степени отражает функциональное состояние клона кроветворных клеток и, следовательно, функцию СКК, продуцирующих этот клон.

В литературе описывают содержание КОЕ в селезенке после летального облучения мышей с экранированием определенного участка голени или бедра как отражение функции стволовых кроветворных клеток [Петров Р.В., Хаитов Р.М., 1972;

Петров Р.В. и соавт.,1981б;

Корнева Е.А., 1990;

Забродский П.Ф., 1993, 1998, 2000;

Забродский П.Ф. и соавт., 1997;

Беликов В.Г., 2001;



Pages:     | 1 || 3 | 4 |   ...   | 8 |
 





 
© 2013 www.libed.ru - «Бесплатная библиотека научно-практических конференций»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.