авторефераты диссертаций БЕСПЛАТНАЯ БИБЛИОТЕКА РОССИИ

КОНФЕРЕНЦИИ, КНИГИ, ПОСОБИЯ, НАУЧНЫЕ ИЗДАНИЯ

<< ГЛАВНАЯ
АГРОИНЖЕНЕРИЯ
АСТРОНОМИЯ
БЕЗОПАСНОСТЬ
БИОЛОГИЯ
ЗЕМЛЯ
ИНФОРМАТИКА
ИСКУССТВОВЕДЕНИЕ
ИСТОРИЯ
КУЛЬТУРОЛОГИЯ
МАШИНОСТРОЕНИЕ
МЕДИЦИНА
МЕТАЛЛУРГИЯ
МЕХАНИКА
ПЕДАГОГИКА
ПОЛИТИКА
ПРИБОРОСТРОЕНИЕ
ПРОДОВОЛЬСТВИЕ
ПСИХОЛОГИЯ
РАДИОТЕХНИКА
СЕЛЬСКОЕ ХОЗЯЙСТВО
СОЦИОЛОГИЯ
СТРОИТЕЛЬСТВО
ТЕХНИЧЕСКИЕ НАУКИ
ТРАНСПОРТ
ФАРМАЦЕВТИКА
ФИЗИКА
ФИЗИОЛОГИЯ
ФИЛОЛОГИЯ
ФИЛОСОФИЯ
ХИМИЯ
ЭКОНОМИКА
ЭЛЕКТРОТЕХНИКА
ЭНЕРГЕТИКА
ЮРИСПРУДЕНЦИЯ
ЯЗЫКОЗНАНИЕ
РАЗНОЕ
КОНТАКТЫ


Pages:   || 2 | 3 |
-- [ Страница 1 ] --

ФГОУ ВПО «КРАСНОЯРСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ АГРАРНЫЙ

УНИВЕРСИТЕТ»

ФГБУН «ИНСТИТУТ БИОФИЗИКИ СО РАН»

На правах рукописи

СЫСОЕВА Ольга Валерьевна

Факторы, влияющие на микробиоту раствора

для выращивания растений в экспериментальной модели

экологической системы жизнеобеспечения

Специальность 03.02.08 – экология (биология)

ДИССЕРТАЦИЯ на соискание учной степени кандидата биологических наук

Научный руководитель:

доктор биологических наук Тирранен Л.С.

Красноярск – 2014 СОДЕРЖАНИЕ ВВЕДЕНИЕ............................................................................................................. ГЛАВА 1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.................................................................... 1. 1 Взаимодействие растений с микроорганизмами................................... 1. 2 Микробиота почв......................................................................................... 1. 3 Корневые выделения растений................................................................. 1. 4 Индикаторные группы микроорганизмов.............................................. 1. 5 Состав и характеристика почвоподобного субстрата.......................... 1. 6 Перспективы применения пшеничной соломы..................................... 1. 7 Микробный ценоз нативных выделений человека.............................. ГЛАВА 2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ....................... 2. 1 Объекты исследования............................................................................... 2. 1. 1 Объект исследований утилизированных экзометаболитов человека.......... 2. 1. 2 Объект исследований при изучении влияния способов обработки соломы 2. 1. 3 Объект исследований при оценке влияния внесения растительных отходов в почвоподобный субстрат............................................................................................... 2. 2 Методы исследования................................................................................. 2. 2. 1 Эксперимент I.......................................................................................................... 2. 2.

2 Эксперимент II......................................................................................................... 2. 2. 3 Схема эксперимента III.......................................................................................... 2. 2. 4 Микробиологические методы............................................................................... 2. 2. 5 Идентификация выделенных бактерий молекулярно–генетическими методами.............................................................................................................................. ГЛАВА 3 РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ......................................... 3. 1 Численность микроорганизмов в физиологических отходах человека, утилизированных физико-химическим способом........................................ 3. 2 Влияние способа обработки соломы на микробиоту почвоподобного субстрата............................................................................................................... 3. 2. 1 Химический анализ водной вытяжки соломы.................................................. 3. 2. 2 Микробиоценоз почвоподобного субстрата с добавками пшеничной соломы.................................................................................................................................. 3. 3 Микробный ценоз ирригационного раствора для выращивания разновозрастной поликультуры овощей........................................................ 3. 3. 1 Динамика численности микроорганизмов в ирригационном растворе, выделенных на плотных питательных средах............................................................. 3. 3. 2 Динамика численности физиологических групп микроорганизмов в ирригационном растворе, выделенных на жидких питательных средах............... 3. 3. 3 Влияние вносимых несъедобных отходов растений на состав микробиоты ирригационного раствора................................................................................................. 3. 3. 4 Видовой состав микроорганизмов, выделенных из раствора........................ ВЫВОДЫ:............................................................................................................. ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ:...................................................... СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ:.............................................................................. ПРИЛОЖЕНИЕ................................................................................................. ПРИЛОЖЕНИЕ А............................................................................................. ПРИЛОЖЕНИЕ Б............................................................................................. ВВЕДЕНИЕ Работы по созданию биологических систем жизнеобеспечения человека в экстремальных условиях начались в нашей стране c середины XX в.

(Проблемы …, 1967;

Киренский и др., 1969;

Лисовский, 1973;

Сидорова, Подобные системы 2006,Bartsevetal., 1996;

Gitelsonetal., 2003).

разрабатываются также и за рубежом (Cabelloetal., 2001;

Hidenorietal., 2007).Помимо поддержания жизни человека в неблагоприятных условиях окружающей среды, эти системы позволяют исследовать биологические и экологические процессы на разных уровнях их организации (Проблемы …, 1967).

В настоящее время существуют различные системы жизнеобеспечения (СЖО), предназначенные для поддержания жизни человека в экстремальных условиях (Барцев и др., 2008;

Морозов, Малоземов, 2009). Одной из особенностей систем жизнеобеспечения является создание искусственной среды обитания, в частности атмосферы, отличающейся от природной, земной (Аргунова и др., 2009).

Системы жизнеобеспечения должны выполнять такие функции, как регенерация кислорода, воды и обеспечение пищи для человека(Самсонов и др., 2009;

Cabelloetal., 2001;

Gitelson etal., 2003). Одна из основных функций СЖО – регенерация пищи – в обозримом будущем выполнима лишь биологическим путем (Лисовский, 1973;

Беркович, 2008;

Левинских и др., 2010;

Головко и др., 2011).

Существующие концепции (Сычев и др., 2008) обеспечения жизнедеятельности человека в биолого-технических системах жизнеобеспечения предусматривают разработку биорегенеративных систем жизнеобеспечения (БСЖО), основанных на круговороте веществ (Проблемы…, 1967), где в качестве ключевых компонентов, выполняющих три вышеперечисленные функции, будут выступать высшие растения (Левинских и др., 2010;

Gitelsonetal., 2003;

Morinetal., 2010).

Основой, позволившей создать устойчивую систему круговорота веществ, включающую внешний метаболизм человека, являлся метод параметрического управления биосинтезом в непрерывной культуре популяций одноклеточных организмов (Печуркин и др., 1969;

Печуркин, 1982;

Терсков, Гительзон, 1982).

Перспективными биокомпонентами системы жизнеобеспечения являются высшие растения – основные претенденты на роль фототрофного полифункционального звена, способного регенерировать атмосферу, воду, растительную пищу (Сычев и др., 2012) и утилизировать метаболиты человека(Проблемы…, 1967;

Киренский и др., 1969;

Яздовский, Воронин, 1969;

Лисовский, 1973;

Беркович, 2008;

Gitelson, Okladnikov, 1996;

Morinetal., 2010).

Фотосинтезирующее звено системы формируется в виде разновозрастных многовидовых ценозов (Лисовский, 1973;

Нефедова, Левинских, 2007;

Bartsevetal., 1996;

Gitelsonetal., 2003).

Использование высших растений для выполнения всех вышеуказанных функций системы жизнеобеспечения позволило создать систему «Биос-3»

(Лисовский, 1973;

Гительзон и др., 1975;

Gitelsonetal., 2003). Во время экспериментов в системе «Биос-3» находился экипаж (из двух-трех человек), растения, снабжавшие людей кислородом, водой и растительной пищей, а так же микроорганизмы, входящие в обычную микробиоту человека и растений.

Циркуляция кислорода и воды полностью выполнялась растениями – замкнутость системы по воздухо- и водообмену составила 100 %.

(Лисовский, Замкнутость по массообмену 1973;

Salisburyetal., 1997).

составляла не более 70 %, так как несъедобная биомасса растений и физиологические отходы человека не использовались и выносились из системы (Лисовский, 1973;

Bartsevetal., 1996;

Gitelsonetal., 2003).

Такие методы утилизации экзометаболитов человека и растительных остатков как высушивание, сжигание, заморозка могут использоваться только в незамкнутых системах вследствие выноса химических элементов из круговорота веществ (Яздовский, 1976). Увеличение замкнутости системы по массообмену возможно за счет включения нативных выделений человека и растительных отходов в круговорот веществ в системе (Kudenkoetal., 2000;

Manukovskyetal., 2005;

Tikhomirovetal., 2005).

Проектирование систем переработки и утилизации отходов в замкнутых системах осуществляется не только за рубежом (Fisheretal., 2009), но и в нашей стране. В последнее время были предложены более удачные способы обработки органических отходов, позволившие использовать их для питания растений (Винаров и др., 2009;

Парахин и др., 2009;

Садраддинова и др., 2009;

Ушакова и др., 2009;

Сутормина, 2011;

Kudenkoetal., 2000).

Выращивание высших растений для БСЖО возможно на различных субстратах, имитирующих почву (Manukovskyetal., 1997;

Chengyingetal., 2008). N.S. Manukovskyetal.(1996) предложена переработка растительных отходов в почвоподобный субстрат (ППС) с достаточно высоким плодородием, позволяющим культивировать на нем растения в искусственных условиях.

В связи с вышеизложенным, определение наличия микроорганизмов в растворе, получаемом после утилизации нативных выделений человека, и оценка воздействия способов обработки органических отходов на микробный ценоз субстратов, применяемых для выращивания высших растений, актуальны.

Цель работы – исследовать влияние факторов на микробиоту почвоподобного субстрата и растворов, используемых для выращивания растений в экспериментальной модели экологической системы жизнеобеспечения.

Задачи работы:

1. Выявить влияние абиотического фактора (№ 1) «утилизация физико химическим способом физиологических отходов человека» на наличие микроорганизмов в растворе, получаемом после окисления экзометаболитов.

2. Проанализировать воздействие абиотического фактора (№ 2) «способ обработки пшеничной соломы» на численность индикаторных групп микроорганизмов в почвоподобном субстрате.

3. Оценить вклад биотического фактора (№ 3) «внесение несъедобных отходов редиса, салата, чуфы и пшеницы в почвоподобный субстрат» в формирование микробного ценоза ирригационного раствора, используемого для выращивания растений.

Научная новизна работы заключается в оценке влияния на микробиоту ирригационного раствора или почвоподобного субстрата (ППС), внесенных в ППС несъедобных растительных отходов, используемых:для увеличения замкнутости круговорота веществ в системе;

для восстановления объема почвоподобного субстрата в системе;

в качестве удобрения для выращивания монокультуры редиса и поликультуры высших растений в экспериментальной модели экологической системы жизнеобеспечения.

Практическая значимость Полученные результаты могут быть востребованы при разработке экологических систем жизнеобеспечения, основанных на использовании высших растений и предусматривающих длительное пребывание в таких системах человека в условиях полной изоляции от земной биосферы (в космосе, под водой и т.д.), в труднодоступных районах планеты (в полярных широтах, в высокогорье, в пустынях и др.).

Положения, выносимые на защиту:

1 - изученные группы микроорганизмов не обнаружены в выделениях человека, утилизированных физико-химическим способом, что свидетельствует о микробиологической безопасности раствора, полученного после минерализации физиологических отходов человека;

2 - внесение в почвоподобный субстрат (ППС) обработанной любым из применявшихся способов соломы пшеницы достоверно влияет на численность изученных групп микроорганизмов в субстрате, используемом для выращивания растений редиса;

3 - добавление в почвоподобный субстрат несъедобных отходов чуфы оказывает сильное (r 0,7) и среднее (0,5 r 0,7) влияние на индикаторные группы микроорганизмов ирригационного раствора, использованного для выращивания поликультуры высших растений на почвоподобном субстрате.

Личный вклад автора Отбор и анализ образцов, обработка, интерпретация полученных результатов, написание работы выполнены лично автором.

Апробация работы:

Материалы диссертации доложены на следующих конференциях и симпозиумах: 1-ой региональной студенческой конференции «Современные проблемы биологии: успехи научной молодежи», Красноярск, СФУ, 20 – апреля, 2007 г.;

XIV Всероссийском симпозиуме с международным участием «Сложные системы в экстремальных условиях», Красноярск, природный парк «Ергаки», 23 – 28 июня, 2008 г.;

1 Всероссийской научно-практической (заочной) конференция «Естественные науки и современность: проблемы и перспективы исследований», Москва, 2009;

XV Всероссийском симпозиуме с международным участием «Сложные системы в экстремальных условиях», Красноярск, 2010;

Международной интернет-конференции «Растения и микроорганизмы», Казань, 18 – 21- апреля, 2011 г.;

IV международной (заочной) научно-практической конференции молодых ученых «Инновационные тенденции в развитии российской науки», Красноярск, апрель, 2011.

Основные материалы диссертации опубликованы в 8 печатных работах, 3 из которых в журналах, рекомендованных ВАК РФ.

Место проведения работы

Работа выполнена на базе ФГОУ ВПО «Красноярский государственный аграрный университет» и ФГБУН «Институт биофизики СО РАН» г. Красноярска.

Структура и объем диссертации Диссертация изложена на 136 страницах текста. Работа включает рисунков и 40 таблиц, состоит из введения, 3 глав (обзор литературы, материалы и методы исследования, результаты и их обсуждение), выводов, практических рекомендаций, списка литературы, содержащего ссылки на источников, из которых 60 – на иностранных языках, и приложения, содержащего 1 рисунок и 2 таблицы.

ГЛАВА 1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 1. 1 Взаимодействие растений с микроорганизмами Взаимоотношения между микроорганизмами и растениями сложны и многообразны. Значительное число работ посвящено изучению этого вопроса (Возняковская, 1969;

Мишустин, 1975;

Сомов и др., 1988;

Tirranen, 2001;

Minhetal., 2004;

Narulaetal., 2009).

Роль взаимодействия растений с ассоциацией микроорганизмов активно изучается, многое во взаимоотношениях растений и микроорганизмов ещ предстоит выяснить (Кожевин, 2000;

Маркова, Турская, 2012).

Сосуществование макро- и микроорганизмов носит противоречивый характер. В одном случае ассоциация способствует возникновению тех или иных инфекционных заболеваний, вызываемых микроорганизмами (антагонизм) (Берестецкий, 2008), в другом диаметрально противоположном наблюдается ярко выраженное симбиотическое взаимодействие партнеров, которое позволяет им выживать в среде обитания (Chenetal., 2006).

Растения тесно взаимодействуют с различными группами микроорганизмов (бактериями, актиномицетами, грибами и дрожжами) (Возняковская, 1969).

В фитоценозах за счет симбиоза с микроорганизмами растения обеспечиваются минеральным питанием, защитой от патогенов и растительноядных животных (Экспериментальная экология, 1991;

Блинков, 2011), а иногда регуляцией роста и развития (Minhetal., 2004;

Traquair, White, 2005).

Мир микроорганизмов служит посредником между живой и неживой средой на Земле (Игнатов, 2005). Обмен между различными уровнями биосферы в значительной мере определяется взаимодействием разнообразных микроорганизмов с растениями, животными и человеком (Игнатов, 2005;

Воробьев и др., 2010).

Следует отметить, что среди микроорганизмов встречаются как фитопатогенные бактерии, оказывающие отрицательное воздействие на растение (Берестецкий, 2008), так и микроорганизмы – антагонисты фитопатогенных бактерий, оказывающие положительное влияние на растительный организм (Билай и др., 1988;

Захарченко и др., 2010).

Антагонистический характер взаимоотношений с растениями наблюдается у некоторых микроорганизмов бактериального и грибного происхождения, например, представителями отрядов Azotobacteriaceae, Bacillaceae, Pseudomonadaceae, Trichodermaи других (Лархер, 1978).

Симбиотические микроорганизмы растений исследуются в связи с процессами фиксации атмосферного азота клубеньковыми бактериями бобовых растений (Экспериментальная… под ред. В.И. Кефели, В.Н.

Кудеярова, 1991;

Игнатов, 2005).

Продукты жизнедеятельности микроорганизмов имеют различное значение для жизни растения. Одни виды микробов, развивающиеся на корнях, являются активаторами, основными продуцентами различных физиологически активных веществ (Блинков, 2011), которые стимулируют рост растения (Маркова, Гарипова, 2011) и синтез ими биологических соединений (Лшина и др., 2011). Другие виды являются ингибиторами, они образуют токсические вещества, угнетая рост и развитие растений или подавляя те или иные их функции (Фундаментальная фитопатология, под ред. Ю.Т. Дьякова, 2012). Третьи оказывают защитное действие своими метаболитами, повышая засухоустойчивость растений, сопротивляемость воздействию УФ-излучения (Мартыненко, Архипова, 2011;

Панова и др., 2011). Возможно положительное влияние микроорганизмов (Куан, 2011) на продуктивность растений за счет стимуляции ассоциированной с растением микробиоты (Ржевская, Теплицкая, 2011).

Положительное влияние ассоциативных микроорганизмов на растения включает в себя как опосредованную стимуляцию роста растений за счет вытеснения и подавления почвенных фитопатогенов путем продуцирования соединений, ингибирующих патогенную микрофлору (Торотенкова и др., 2009;

Ветошкина и др., 2011), так и непосредственную стимуляцию - за счет синтеза микроорганизмами различных экзометаболитов, фитогормонов, которые проникают в растения и оказывают влияние на биохимические процессы (Цавкелова и др., 2006).

1.2 Микробиота почв Взаимоотношения высших растений и почвенных микроорганизмов являются одной из интереснейших и сложнейших проблем биологии (Звягинцев и др., 1999).

Микроорганизмы обнаруживаются в окружающей природной среде практически повсеместно. Однако из всех известных сред обитания наиболее богаты как количественно, так и качественно почвы, в одном грамме которых может находиться до 10 миллиардов бактерий и более (Мишустин, 1975;

Современная микробиология… под ред. Й. Ленглера, Г. Древса, Г. Шлегеля, Т.1, Т.2, 2005).

Длина грибного мицелия в грамме почвы может превышать несколько тысяч метров (Красильников, 1958;

Мирчик, 1988). Микробная биомасса, несмотря на микроскопические размеры, достигает от 10-15 г/м2 в тундровой зоне до 30 г/м2 в лесных почвах (Ковда, 1988;

Добровольский, Никитин, 2000).

Основными представителями почвенной микрофлоры являются бактерии, актиномицеты, микроскопические грибы. Бактерии способны очень быстро размножаться при поступлении свежего органического вещества.

Неспороносные формы бактерий размножаются быстрее, чем спорообразующие. Поэтому бациллы встречаются на более поздних этапах сукцессии. К тому же бациллы, как и микроскопические грибы, обладают более мощным ферментативным аппаратом и могут питаться веществами, недоступными неспороносным бактериям (Амбулос и др., 1992).

Большинство почвенных бактерий относится к сапрофитам. Структура сообщества микроорганизмов в большой степени определяется содержанием органического вещества (Красильников, 1958;

Мишустин, 1975;

Мергель и др., 1996;

Кожевин, 2000;

Коростелва, Кощаев, 2013).

Почвенным микроорганизмам принадлежит основная роль в формировании плодородия почвы (Фокин и др., 1999). Микроорганизмы, населяющие любую почву, очень разнообразны и часто их физиологические свойства не совместимы для одной среды обитания. Но почва является гетерогенной системой из множества различных сред обитания, обладающих различными свойствами и сменяющихся не только в пространстве, но и во времени (Добровольский, Никитин, 2000).

Обычно в любой почвенной микрозоне присутствуют микроорганизмы, способные использовать любой питательный субстрат. Это достигается благодаря наличию в почве колоссального запаса разнообразных почвенных микроорганизмов (Магданова, Галясная, 2013).

Одни почвенные микроорганизмы разлагают внесенную в почву органику, способствуют образованию гумуса (Фокин и др., 1999), делают доступными для растений питательные вещества, другие связывают атмосферный азот, синтезируют органические соединения, следующие переводят эти соединения в формы, доступные растениям (Соколова, 2011).

Помимо азотфиксации, микроорганизмы обусловливают питание растений азотом и путем трансформации органических соединений азота в почве, которые практически не могут быть непосредственно использованы растениями, и только в результате деятельности аммонифицирующих и нитрифицирующих бактерий они подвергаются минерализации и переходят в доступные для растений аммиак и нитраты (Мишустин, 1975;

Коростелва, Кощаев, 2013).

В почве отсутствуют зоны, заселенные только какой-либо одной группой микроорганизмов, и поэтому все организмы, населяющие ее, составляют биологические ассоциации – экосистемы, которые имеют специфические особенности. Многие почвенные организмы не имеют четкой специализации и в разных условиях среды способны проявлять те или иные свои свойства (Магданова, Галясная, 2013). Сосуществование разнообразных микроорганизмов чаще всего благоприятно и для сообщества, и для отдельных ее членов (Kennedy, Smith, 1995).

Срок жизни бактерий и иных почвенных микроорганизмов может быть очень короток - от дней до нескольких часов. Другой особенностью почвенных микроорганизмов является способность быстро размножаться и осваивать благоприятную среду. Их продукты жизнедеятельности составляют тот самый "питательный бульон", в который входят не только простые минеральные соединения (соединения азота, неорганические кислоты, углекислый газ и вода) для питания растений, но и сложные органические соединения (аминокислоты, витамины, ауксины, антибиотики, моно- и дисахариды, органические кислоты) для нормального развития растительного организма (Заварзин, Колотилова, 2001;

Цавкелова и др., 2006).

Чем ближе к корню расположена почва, тем больше бактерий в ней содержится (Кожевин, 2000). Особенно много бактерий на поверхности корней – в ризоплане. Здесь обитают преимущественно эпифиты.

В слое почвы (2-3 мм), прилегающем к корням и получившем название ризосфера, численность микроорганизмов увеличивается, так как в качестве дополнительного источника питания бактерии используют продукты распада отмерших тканей корня (Возняковская, 1969). Ризосферные микроорганизмы принимают участие в трансформации элементов почвы, в том числе тяжелых металлов, в доступные для растений формы (Соколова, 2011).

Из почвы, соприкасающейся с корнями, где рост бактерий может происходить за счет корневых выделений, обнаруживают организмы, требовательные к условиям роста (Амбулос и др., 1992).

Для питания почвенных микроорганизмов необходима органика. Есть два пути поступления органики в почву - корневые выделения растений с послеуборочными остатками и внесение органики в почву извне.

1. 3 Корневые выделения растений Наиболее интересными и до настоящего времени малоизученными как в экологии, так и микробиологии являются проблемы, связанные с воздействием высших растений на окружающих их членов биоценоза.

Поскольку растения не способны перемещаться в пространстве, то они должны обеспечить оптимальные условия для своего существования на одном месте.

Корневые выделения высших растений, являясь основным источником питательных веществ для преобладающего числа микробного населения почв — гетеротрофов — оказывают существенное влияние на микробные ценозы (Заварзин, Колотилова, 2001;

Garcia-Martinezetal., 2005).

Под корневыми выделениями понимают выделения из живых и неповрежденных корней растений, продукты экзосмоса растений (Головко и др., 1989;

Теппер и др., 2004;

Радучева, 2005;

Zhangetal., 2006).

В состав корневых выделений растений входят разнообразные соединения: сахара (в основном моно-, дисахариды и олигосахариды), аминокислоты, пептиды, ферменты, витамины, органические кислоты (Шапошников и др., 2011), спирты, алкалоиды, глюкозиды, полифенолы, фитогормоны, углекислота, а также другие минеральные вещества (Кравченко и др., 2011;

Zhangetal., 2006). Наибольшее значение имеют органические вещества – органические кислоты, сахара, аминокислоты и т.д.

– источник основного и дополнительного питания микроорганизмов (Сомов, 1988;

Кравченко и др., 2011).

Микробиота использует многие из веществ, поступающих в почву с корневыми выделениями, как источники питания, поэтому их концентрация на поверхности корней снижается, что изменяет условия корневого питания растений (Возняковская, 1969;

Головко и др., 1989;

Narulaetal., 2009).

Вследствие разного количественного и качественного состава корневых выделений у различных видов культур (Кузнецов, Дмитриева, 2006;

Кравченко, 2011) и изменения его по фазам роста растений (Zhangetal., 2006), состав микробиоты растений неодинаков и подвержен влиянию как условий выращивания культур, так и физиологического состояния растительного организма и фазы его развития (Возняковская, 1969;

2001). К концу вегетации растений увеличивается количество Folmanetal., спорообразующих бактерий, микромицетов и целлюлозоразрушающих микроорганизмов (Иванов, 1973).

Метаболиты корневой системы растений могут оказывать влияние на почвенную микробиоту (Ермаков, Степанова, 1992) в виде ингибирующего и токсического действия (Subramaniametal., 2009), селекционирующего действия, а также стимулирующего (Радучева, 2005). Метаболиты корневой системы растений имеют основополагающее значение в формировании микробных комплексов ризосферы (Иванов, 1973;

Мельникова и др., 2011;

Narulaetal., 2009).

Существует зависимость между количеством и качеством поступающих в почву корневых выделений и микробоценозом (Иванов, 1973;

Narulaetal., 2009).

1. 4 Индикаторные группы микроорганизмов Исследование ассоциаций микроорганизмов и высших растений находит практическое применение не только в сельском хозяйстве, но и в экологическом мониторинге окружающей среды. Е.В. Плешаковой и др.(2012) показано опосредованное действие растений-ремедиантов на разложение нефтешламов путем стимуляции активности почвенной микробиоты.

Одной из основных групп микроорганизмов, используемых исследователями в качестве индикатора состояния почвы и воды, являются бактерии группы кишечной палочки (Wilk, Donderski, 2005;

Olapadeetal., 2006;

Lyimo, 2009). Показательными микроорганизмами для состояния ценоза являются гетеротрофные бактерии, усваивающие различные формы азота (органический, минеральный) и метаболизирующие его в формы, доступные для растений (N2, NO2, NH3). К таким микроорганизмам относятся аммонифицирующие, денитрифицирующие бактерии (Скворцова и др., 2006).

К индикаторным микроорганизмам относят также микроскопические грибы (Барайщук, Хамова, 2006).

Известно (Tirranenetal., 1994), что микроорганизмы быстро отвечают на изменения окружающей среды (как условий питания, так и дыхания). По всей вероятности бактерии могут быть индикаторами состояния растений, произрастающих в природных, культурных, техногенных ценозах.

Показателем состояния микробной системы почвы могут служить как количественные характеристики функциональной деятельности микрофлоры (биомасса, активность почвенных ферментов и продуцирование СO2, фиксация атмосферного азота), так и специфическая структура комплекса микроорганизмов в конкретных экологических условиях (Kennedy, Smith, 1995).

Возможность оценки жизнедеятельности высших растений по динамике качественного и количественного состава почвенных микроорганизмов показана Г.В. Тороповой и Т.В.Марченковой(2008). Л.С.

Тирранен и М.П. Шиленко (2008) предложены 12 групп микроорганизмов – индикаторов состояния высших растений в замкнутых системах.

Изучение сообществ микроорганизмов поможет лучше понять происходящие в системе растение-почва-микроорганизм процессы.

1. 5 Состав и характеристика почвоподобного субстрата Распад полисахаридов и лигнина – это, в основном, микробиологический процесс, протекающий в почве, в воде, на отмерших и живых растительных тканях, а также в пищеварительном тракте некоторых животных и насекомых. Разложение целлюлозы осуществляется в основном микроорганизмами и не зависит от обилия почвенных беспозвоночных (vanGesteletal., 2003).

Для обозначения процесса распада биополимеров используются термины деструкция и минерализация (Ионенко, 1999). Минерализация растительных остатков обеспечивает выход иммобилизованных в высших растениях химических элементов и попадание их в круговорот веществ (Аристовская, 1980;

Фокин и др., 1999;

Соколова, 2011).

Микроорганизмы, участвующие в распаде биополимеров: бактерии, актиномицеты, высшие и низшие грибы – всегда присутствуют в окружающей среде и в благоприятных условиях неизбежно инициируют этот процесс путем выделения соответствующих ферментов (Полянская, 1987;

Ковда, 1988;

Марчик, Ефремов, 2006).

Индустриализация и интенсификация агропромышленного комплекса, истощение минеральных ресурсов и сокращение возможностей экстенсивного роста в сельском хозяйстве, изменили взгляды на проблему органических отходов в целом и использование растительных отходов в частности (Лефтев, 2007;

Назаров, 2007).

К растительным отходам относится биомасса растений, которая не может быть использована в качестве корма для животных или не может быть ценным материалом для промышленности. В качестве примера можно назвать солому злаковых культур, стебли хлопчатника, тростник, несортовую древесину и другие растительные остатки, отличающиеся высоким содержанием лигнина и рыхлой микроструктурой. Именно эти растительные остатки составляют основную массу всех органических отходов и поэтому наиболее перспективны с точки зрения их использования (Grosetal., 2003;

Tikhomirovetal., 2003 a, b).

В настоящее время среди искусственных корнеобитаемых сред преобладает торф и смеси на его основе. Одним из минусов этих субстратов является их низкая катионнообменная емкость (Ламан и др., 2011).

Современными исследователями предлагаются различные физические, химические и биологические методы превращения органических отходов в гуминовые вещества (Попов и др., 2004) и кормовые продукты (Данилов и др., 2007;

Мокрушина, 2007;

Miyazakietal., 2005). Однако внимание исследователей привлекает возможность переработки растительных отходов не только в удобрение, но и в полноценный субстрат для выращивания растений (Gray, 2006).

Перспективным направлением восстановления и поддержания плодородия и биологической интенсификации земледелия считается применение вермикомпостов - продуктов переработки органических отходов с участием дождевых червей, находящихся в симбиозе с микроорганизмами (Аристовская, 1980;

Лозовская и др., 2006). В естественных почвах разложение опада осуществляют дождевые черви, копрофаги и микроорганизмы (Ковда, 1988;

Марчик, Ефремов, 2006).

В кишечнике червей для микроорганизмов создаются более благоприятные условия для выполнения любых функций, чем в почве.

Дождевые черви и микроорганизмы превращают различные органические отходы в высокоэффективные биологические удобрения с хорошей структурой, обогащенные макро- и микроэлементами, ферментами, активной микробиотой, обеспечивающей пролонгированное (длительное, постепенное) действие на растения (Аристовская, 1980;

Лозовская и др., 2006).

Растительные отходы можно использовать для получения почвоподобного субстрата (ППС), который является продуктом переработки пшеничной соломы и ботвы растений с использованием красных калифорнийских червей, грибов вешенка и микроорганизмов (Manukovskyetal., 1997). Почвоподобный субстрат – это не почва, так как у него нет подстилающей материнской породы (Орлов, 1996).

По внешнему виду и основным свойствам ППС соответствует органическим почвам – гистосолям и отличается отсутствием в своем составе алюмосиликатного матрикса, а также повышенной фунгистатической активностью (Мануковский и др., 2008;

Enzhuetal., 2008;

Nesterenkoetal., 2009).

Использование ППС позволяет совместить и упростить процессы выращивания растений и переработки несъедобной фитомассы (Manukovskyetal., 1996). Продукт «биологического» сжигания растительных отходов – почвоподобный субстрат – может заменить нейтральный субстрат и частично обеспечить растения минеральными элементами, которые в искусственных системах раньше поставляли из запасов (Manukovskyetal., 1997).

Растительные остатки с невысоким содержанием лигнина (зеленые листья, ботва) непосредственно после сбора урожая закапывают на определенную глубину в ППС (Tikhomirovet аl., 2009). На растительных остатках с высоким содержанием лигнина вначале выращивают съедобные грибы (вешенки), а затем остаточный субстрат вносят под растения в ППС (Мануковский и др., 2008).

На приготовленном почвоподобном субстрате выращивают растения (пшеница и овощи). При этом в ППС в начале каждой вегетации вносят полученную в предыдущей вегетации несъедобную биомассу выращенных овощей.

Вместо съедобной биомассы овощей в почвоподобный субстрат вносят эквивалентное количество выращенной на нем пшеничной соломы. Цикл приготовления ППС повторяется.

При многократном использовании ППС растительные отходы (несъедобную растительную биомассу) возвращают в субстрат, в котором с помощью гетеротрофного звена происходит минерализация внесенной массы. В результате этих процессов, минеральные элементы, используемые на формирование несъедобной массы, находятся в постоянном круговороте веществ (Zolotukhinetal., 2005).

Основные компоненты почвоподобного субстрата: гумус – 15 % (в том числе гуминовых кислот – 9,5 %), фульвокислоты– 4,9%, зольные элементы – 30 %, не гидролизуемые вещества (волокна гемицеллюлозы и целлюлозы) – 15,2 % (Grosetal., 2004).

1. 6 Перспективы применения пшеничной соломы Солома пшеницы и других злаков, несъедобные растительные остатки представляют собой ежегодно возобновляемый источник растительного сырья. Микробиологическая переработка отходов сельского хозяйства, лесной и целлюлозно-бумажной промышленности в топливо, кормовые и пищевые продукты, полупродукты для химической и микробиологической промышленности рассматривается в настоящее время как одна из ключевых отраслей биотехнологии (Землянов, 2007;

Мокрушина, 2007;

Назаров, 2007).

Одно из направлений отрасли переработки сельскохозяйственных отходов предусматривает превращение непищевого сырья (отходов целлюлозно-бумажной промышленности и сельского хозяйства) с помощью ферментов и микроорганизмов в углеводы, биологически активные вещества и гумус (Лефтев, 2007;

Gray, 2006).

В настоящее время солома пшеницы нашла свое применение в качестве источника целлюлозы для целлюлозо-бумажной промышленности (Галимова и др., 2007), корма для крупного рогатого скота, подстилки животным (Применение соломы…, 2004).

Солома пшеницы является важным источником органического удобрения (Юшкевич и др., 2012). Для этих целей она широко используется в зарубежной и отечественной земледельческой практике, в хозяйствах, специализирующихся на производстве зерна и обеспечивающих хорошую кормовую базу для животноводства (Еремина и др., 2005;

Еремина и др., 2006;

Землянов, 2007;

Гейдарова, 2009). Из применяемых в настоящее время органических удобрений в соломе содержание органических веществ наиболее высокое – до 80% от массы (Юшкевич и др., 2012).

Оптимальная температура почвы для разложения клетчатки составляет 28–30 °С, влажность почвы – 60–70% от полной ее влагоемкости.

Интенсивность разложения соломы в верхнем слое почвы заметно выше, что объясняется хорошей аэрацией почвы, а также большой численностью и разнообразием видового состава микроорганизмов.

Научные предпосылки использования пшеничной соломы на удобрение следующие:

1. Солома - источник питательных элементов. Химический состав соломы пшеницы довольно широко изменяется в зависимости от почвенных и погодных условий. По данным Б.Н. Кузнецова и др. (2009) солома пшеницы состоит (% масс.): целлюлоза 48,7;

лигнин 21,4;

гемицеллюлозы 23,2;

экстрактивные вещества 2,6;

зола 4,1.

В среднем пшеничная солома содержит 0,5% азота, 0,25 - фосфора (Р2О5), 0,8 - калия (К2О) и 35-40% углерода в форме различных органических соединений (Применение соломы…, 2004). В соломе находятся некоторые количества серы, кальция, магния, различных микроэлементов (бор, медь, марганец, молибден, цинк, кобальт и др.) (Применение соломы…, 2004).

Согласно данным (http://vidkormov.narod.ru/card/n1637.html),содержание в 100 г соломы сырого белка в соломе достигает 38,6 г, сырой клетчатки – 375,8 г, сухого вещества – 875 г.

2. Солома – активный энергетический материал для образования гумуса почвы и повышения микробиологической активности почвы (Применение соломы…, 2004). По химическому составу солома зерновых культур характеризуется довольно высоким количеством безазотистых веществ (целлюлоза, гемицеллюлоза, лигнин) и низким содержанием азота и минеральных элементов (Akram, Hussaing, 1978).

Широкое отношение С : N в соломе (70–80:1) оказывает большое влияние на разложение ее в почве. Известно, что солома поставляет микрофлоре почвы легкодоступный источник углерода (Русакова, 2011).

Целлюлозоразлагающие микроорганизмы испытывают сравнительно высокую потребность в азоте (Безлер, Колесникова, 2009;

Lupwayietal., 2006). Учитывая небольшое количество азота в соломе, снижается его количество, доступное растениям, так как микроорганизмы потребляют минеральный азот из почвы – идет процесс иммобилизации азота (Аристовская, 1980;

Применение соломы…, 2004;

Nourbakhsh, Dick, 2005).

Скорость разложения соломы различных сельскохозяйственных культур зависит от концентрации азота в соломе: чем выше содержание азота, тем быстрее происходит деструкция соломы в почве (Юшкевич и др., 2012). Если азота почвы ограниченное количество, то тормозятся процессы разложения соломы.

Для нормального протекания процессов деструкции пшеничной соломы микроорганизмами отношение C:N должно быть 20–30 : (Применение соломы…, 2004;

Nourbakhsh, 2006).

Е.З. Теппер и др. (1975) показали, что в аэробных условиях добавление к соломе минерального азота повышает выход гумуса до 8,5 % от общей массы соломы по сравнению с 7,9% при компостировании без добавок азота. При использовании в качестве удобрения соломы зерновых культур и сои расчетное внесение сухого органического вещества в почву составляет 46- ц/га за год.

При гумификации соломы образуется 0,7–1,1 т/га гумуса (Асеева, 2008). По данным Р.В Кравченко иМ.Т. Куприченко (2012) каждая внесенная в субстрат тонна пшеничной соломы дает около 160 кг гумуса.

Наиболее быстро гумус образуется в первые четыре месяца компостирования - в период разложения целлюлозы и гемицеллюлозы. Гумус накапливается в максимальном количестве в период самой высокой численности микроорганизмов, что указывает на причастность их к образованию гумуса (Теппер и др., 1975;

Ионенко, 1999).

3. Применение соломы для удобрения улучшает физико-химические свойства почвы (Barzegaretal., 2002), уменьшает потери азота (Юшкевич и др., 2012), повышает доступность фосфатов (Varinderpal-Singhetal., 2006) и биологическую активность почвы (Кравченко, Куприченко, 2012), в результате чего улучшаются условия питания растений. Положительное действие соломы на плодородие почвы и урожай сельскохозяйственных культур возможно при наличии необходимых условий для ее разложения (Гейдарова, 2009;

Barzegaretal., 2002).

4. Скорость микробного разложения соломы зависит от наличия в почве источников питания для микроорганизмов (Колсанов и др., 2006), их численности, видового состава и активности, типа почвы, ее окультуренности, температуры, влажности, аэрации и др. (Теппер и др., 1975). Внесение соломы в почву усиливает как азотфиксирующую способность, так и ферментативную активность почвы (Применение соломы…, 2004).

По данным Русаковой И.В. (2005), внесение соломы пшеницы вызывает увеличение числа клубеньков на корнях растений, что способствует активации азотфиксации.

Литературные данные (Еремина и др., 2005;

Ланцев, 2007;

Назарюк, Калимуллина, 2010) свидетельствуют о необходимости широкого использования на удобрение излишков соломы в качестве важного источника гумуса для восстановления плодородия почвы.

1. 7Микробный ценоз нативных выделений человека К нативным выделениям человека – экзометаболитам – относятся моча и фекалии. Физиологические отходы жизнедеятельности человека содержат многие органические и минеральные соединения. С мочой за сутки выделяется 25–35 г мочевины, 0,5–1 г мочевой кислоты, 0,4–1,2 г азота, входящего в состав аммиака (он выделяется в виде аммонийных солей), около 0,5 г аминокислот, 1,5 г креатинина, который образуется из креатинфосфата мышц, 1,5–3 г калия, 3–6 г натрия (Физиология человека… под ред.В.М. Смирнова, 2002).

Всего с мочой за сутки выделяется около 20 г минеральных веществ и около 60 г органических веществ. В норме концентрация азотсодержащих метаболитов в моче составляет: мочевины 5 ммоль/л, мочевой кислоты 0,25– 0,30 ммоль/л, креатинина 60–100 ммоль/л, аммиака 0,03–0,08 ммоль/л (0,6– 1,3 г/сут). Белков и глюкозы в моче в норме нет. Обычно за сутки выделяется 1 – 1,5 л конечной мочи (Физиология человека по ред.В.М. Смирнова, 2002).

Макроорганизм и его микробиота составляют единую динамичную экологическую систему. Нормальная биота желудочно-кишечного тракта является необходимым условием жизнедеятельности макроорганизма (Физиология … под ред.В.М. Смирнова, 2002).

Пищеварительный тракт человека и животных «заселен»

микроорганизмами (Физиология …под ред. Покровского, 2007). Термин «нормальная микрофлора человека» объединяет микроорганизмы более или менее часто выделяемые из организма здорового человека.

Представители нормальной микрофлоры человека могут оказывать как положительное, так и отрицательное влияние на организм (Захарченко и др., 2007) Провести четкую границу между сапрофитами и патогенными микробами, входящими в состав нормальной микрофлоры человека, часто невозможно (Марри, Шей, 2006;

Поздеев, 2010).

Микроорганизмы нормальной микрофлоры могут вызывать заболевание только при проникновении в «стерильные» (не имеющие своей аутомикрофлоры) ткани и жидкости макроорганизма. К ним и относится моча человека. (Физиология … под ред. Покровского, 2007).

Основные отделы организма человека, заселяемые бактериями, - это кожный покров, воздухоносные пути, желудочно-кишечный тракт (ЖКТ), мочеполовая система. Наиболее активно бактерии заселяют ЖКТ;

при этом колонизация идет «по этажам».

У взрослого здорового человека существует возрастающий проксимо дистальный градиент заселенности желудочно-кишечного тракта микроорганизмами (Физиология… под ред.В.М. Смирнова, 2002). Нижние отделы тонкой кишки и толстая кишка – огромный резервуар бактерий, их содержание может достигать 1012 в 1 г фекалий (Пяткин, 1971;

Марри, Шей, 2006).

В содержимом толстой кишки число бактерий максимальное, и по данным разных авторов колеблется от 109 и более (Физиология человека под ред. Покровского, 2007) до 1013КОЕ на 1 г фекалий, где на их долю микроорганизмов приходится до 30–50 % сухого вещества (Физиология … под ред.В.М. Смирнова, 2002).

Бактерии, колонизирующие кишечник человека, обладают большим разнообразием физиологических свойств (Blaut, Clavel, 2007). По данным Г.И. Козыревской и др. (1967) основная масса кишечной микрофлоры представлена аммонификаторами, а нитрифицирующих и денитрифицирующих микроорганизмов в 10-100 раз меньше.

Твердые выделения человека богаты микроорганизмами, которые в обычных условиях не представляет опасности для человека (Пяткин, 1971;

Поздеев, 2005;

Марри, Шей, 2006). Нахождение человека в экстремальных условиях вызывает выраженные изменения в кишечной микрофлоре (Шилов, Лизько, 1980).

Показано увеличение риска появления аутоинфекции в условиях космического полета (Залогуев и др., 1980). Наблюдалось значительное увеличение численности условно-патогенных бактерий (Шилов, Лизько, 1980).

Использование фекалий может послужить источником возникновения инфекционных заболеваний среди членов экипажа замкнутой экосистемы.

Исследованиями (2010) показано, что в условиях G. Hornecketal.

космического полета микроорганизмы процветают и сохраняют способность к росту даже в присутствии обычно ингибирующих доз антибиотиков.

В то же время доказано, что использование физиологических отходов человека в качестве источника азота для сельского хозяйства является перспективным (Mnkenietal, 2008). Экзометаболиты человека содержат большое количество разнообразных органических и минеральных веществ (мочевина, аминокислоты, соли аммония, калий и натрий), которые можно использовать в качестве удобрений для растений после обработки выделений физико-химическим методом (Куденко, Павленко, 1998). В частности, использование отходов жизнедеятельности человека в качестве удобрения улучшает поглощение азота и фосфора растениями шпината, выход сырой и сухой биомассы (Kutu, etal., 2011).

Л.С. Юнусовой и др. (1985) показана возможность обмена представителями микробиоценозов разных звеньев БСЖО через воздух.

Предполагается, что внесение отходов жизнедеятельности человека в необработанном виде в почвоподобный субстрат или растворы для выращивания растений может негативно сказаться на составе их микробиоты (Гительзон и др. 1981).

Попадание микроорганизмов в почву вместе с удобрениями, полученными из отходов жизнедеятельности человека, может вызвать ухудшение состояния как растений (Маркова, Турская, 2012), так здоровья человека, непосредственно контактирующего с растениями (Терсков и др., 1979). В настоящее время предлагаются различные способы стерилизации (Поезжалов, 2011) и утилизации органических отходов, однако они не могут быть использованы из-за трудностей в исполнении, недостаточной минерализации органических веществ и появления осадка (Paesetal., 1989;

Bazan, 1995).

ГЛАВА 2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ 2. 1 Объекты исследования Создаваемые искусственные фитоценозы не могут существовать в стерильных условиях, всегда присутствует сопутствующая микробиота, жизнедеятельность которой представляет важный средообразующий фактор в биоценозе (Gitelson, etal., 2003).

Объектом исследований служила микробиота минерализованных отходов жизнедеятельности человека,сообщество микроорганизмовпочвоподобного субстрата с добавками пшеничнойсоломы, использовавшегося для культивирования растений редиса, микробный ценоз ирригационного раствора для выращивания разновозрастной поликультуры высших растений (чуфы, редиса и салата) на почвоподобном субстрате (ППС) с внесением пшеничной соломыв экспериментах длительностью от до 10 месяцев.

Контролем (фоном) служили микробные сообщества этих же объектов без растений и добавок (Sysoeva, Tirranen, 2011).

2. 1. 1 Объект исследований утилизированных экзометаболитов человека В эксперименте по определению наличия микроорганизмов в экзометаболитах человека, обработанных разными объемами перекиси водорода (Н2О2) в электромагнитном поле (фактор № 1) (физико-химический метод Ю.А. Куденко и Р.А. Павленко, 1998) объектом исследования являлась микробиота раствора (Тирранен и др., 2008), получаемого из реактора после окисления нативных выделений человека.

2. 1. 2Объект исследований при изучении влияния способов обработки соломы При исследовании влияния способа обработки соломы (фактор № 2) объект исследований – микробный ценоз почвоподобного субстрата (ППС) с выращиваемой на нем культурой редиса RaphanussativusL. Растения редиса (сорт Вировский белый) культивировали в вегетационной камере при нормальной (0,03 %) концентрации СО2, круглосуточном освещении, температуре воздуха, равной 24 0С (Сысоева и др., 2013).

Для освещения использовали лампы ДМ-3. Растения выращивали в вегетационных сосудах из нержавеющей стали объемом 5 л и поверхностью 0,032 м2, в каждом – 700 г ППС (в расчете на сухую массу, 21,88 кг/м2). В 30 ти суточном возрасте редис убирали, так как он отличается быстрыми темпами роста и за 30 дней достигает спелости.

2. 1. 3 Объект исследований при оценке влияния внесения растительных отходов в почвоподобный субстрат В эксперименте по изучению влияния несъедобных растительных отходов (фактор № 3) объектом микробиологических исследований служила микробное сообщество ирригационного раствора, использовавшегося в течение 306 суток для выращивания разновозрастной поликультуры высших растений (редиса, салата и чуфы) на почвоподобном субстрате (ППС).


Учитывали структуру и динамику численности индикаторных групп микробных сообществ (Тирранен и др., 2009).

В замкнутых экосистемах для наиболее полного обеспечения человека всеми необходимыми элементами питания (белки, жиры и углеводы) требуется тщательно подобрать растения на роль источника пищи (Милов, Балакирева, 1975;

Головко и др., 2011). Исследователи обратили особое внимание на следующие растения: чуфу, редис и салат.

Чуфа (Cyperusesculenthus) или земляной миндаль (рисунок 1), многолетнее травянистое растение семейства осоковых — поставщик растительных жиров и углеводов (Моторин и др., 2009;

Turessonetal., 2010).

Листья чуфы (от 3 до 12 в пучке) сидячие, длинные (до 80 см), узкие (5 - мм). Цветки мелкие, в пазухах верхних листьев, собраны в зонтиковидные соцветия. Плод — орешек (www.sadovnica.ru).

Рисунок 1 – Растения чуфы (Cyperusesculenthus), культивируемые на ППСв экспериментальноймодели замкнутой экологической системы Хозяйственное значение имеют клубеньки чуфы. Урожай клубеньков 20–30 ц с 1 га, при орошении 40–50 ц при весе одного клубенька 70 – 900 мг (Oderinde, Tairu, 1991).

В клубеньках чуфы содержится до 56 % углеводов, основную массу из них составляет крахмал (до 86 % от общего количества углеводов или 30 – % веса клубня), 20 – 25 % масел (жирные кислоты представлены ненасыщенными олеиновой, линолевой и линоленовой;

насыщенными пальмитиновой, стеариновой), 3 – 7 % белковых веществ, 10 – 15 % клетчатки, 2 – 9 % золы и 10 – 15 % воды (Oderinde, Tairu, 1991).

Из минеральных элементов в клубнях чуфы определеныNa, K, Ca, Mo, Fe, Zn, Mn, Cu. В клубнях сдержится 15 аминокислот (Oderinde, Tairu, 1991).

Из клубеньков земляного миндаля готовят высококачественное масло, ценное для кондитерской и консервной промышленности. По качеству масло приближается к оливковому и миндальному маслам и съедобно без предварительной обработки (Oderinde, Tairu, 1991).

Клубеньки употребляют в пищу сырыми, жареными, варными, используют для приготовления кондитерских изделий, напитков, суррогата кофе и какао, получения пищевого масла (Monernisetal., 1999). Сок, экстрагируемый из клубеньков чуфы, используется в качестве напитка как в натуральном, так и в пастеризованном виде (Espertetal., 1990;

Monernisetal., 1999).

В медицине чуфа применяется в основном как народное средство.Исследования Ю.Н.Чернова и др. (2001) показали, что препараты из клубней земляного миндаля обладают адаптогенными свойствами.

Скошенную зелную массу можно скармливать животным и силосовать, клубни чуфы можно использовать для приготовления корма для собак (Гребенщиков, Селезнева, 2009).

Вегетационный период растений чуфы в камере фитотрона составлял 112 суток.

Редис Вировский белый (рисунок 2) — (RaphanussativusL.) среднеспелый сорт, период от всходов до уборки 26–33 дня. Корнеплод белый, округлый, диаметром 3,0–4,0 см, массой 20–29 г, мякоть белая, кг/м маслянистая, средне-острого вкуса. Урожайность 1,6–2, (www.sadovnica.ru).

Рисунок 2 — Растения редиса (RaphanussativusL.),культивируемые на ППС в экспериментальноймодели замкнутой экологической системы У растенийсалата (Lactucasativa, сорт Московский парниковый, среднеранний) период от всходов до хозяйственной годности равнялся дням (рисунок 3). Сорт Московский парниковый, среднеранний — лучший отечественный сорт листового салата с нежными листьями длиной 14–18 см, сладким вкусом, без горечи.

Розетка растений салата диаметром 22–27 см, массой 70–200 г. В растениях салата сорта Московский парниковыйвысокое содержание аскорбиновой кислоты,урожайность — 2,5 – 4 кг/м2 (www.sadovnica.ru).

Рисунок 3 – Растения салата (Lactucasativa), культивируемые на ППС в экспериментальноймодели замкнутой экологической системы 2. 2 Методы исследования Для определения влияния факторов № 1, № 2, № 3 на микробный ценоз почвоподобного субстрата и ирригационного раствора были проведены три эксперимента.

2. 2. 1 Эксперимент I При оценке влияния фактора № 1 (экзометаболитов человека, обработанных физико-химическим способом по методу Ю.А. Куденко и Р.А.

Павленко), на микробиоту раствора, получаемого из реактора после минерализациинативных выделений человека, было взято три пробы с различными концентрациями перекиси водорода:

1 – на 1 г фекалий добавили 4 мл Н2О2, на 1 мл мочи – 1 мл Н2О2;

2 – на 1 г фекалий добавили 2 мл Н2О2, на 1 мл мочи – 0,5 мл Н2О2;

3 –на 1 г фекалий добавили 1 мл Н2О2, на 1 мл мочи – 0,25 мл Н2О2.

Различные объемы перекиси водорода (Н2О2) использовали для определения наименьшей е концентрации, необходимой для полного окисления экзометаболитов человека.

Концентрацию перекиси водорода (Н2О2) меньше, чем в 3-ей пробе, не применяли, так как Н2О2 в концентрации ниже 0,25 мл на 1 мл урины и 0,5 мл на 1 г фекалий не окисляет нативные выделения человека полностью, т.е. до простых неорганических соединений.

Суть метода заключается в следующем. Твердые и жидкие отходы человека смешивают с определенным количеством перекиси водорода, помещают в реактор из кварцевого стекла и подвергают действию переменного электрического потенциала от 15 до 80 В через помещенные в реактор угольные электроды при силе тока через них 0,3 – 0,5 А (Куденко, Павленко, 1998).

Реакция окисления органических отходов выделяемым перекисью атомарным кислородом устойчиво протекает при 80о – 90оС без дальнейшего повышения температуры. При этом в реакторе объемом 80 см 3 находится – 40 мл смеси.

Полное окисление происходит за 1 – 1,5 ч. На окисление 1 г сухой соломы, клетчатки, лигнина расходуется 16 – 18 мл 30 %-ной перекиси, на г нативного кала человека — 4 – 5 мл, на 1 мл мочи - 1 мл Н2О2.

Конец реакции характеризуется просветлением раствора и прекращением выделения пузырьков газа. При окислении урины рН конечного раствора равен 7, фекалий – 8, древесной клетчатки – 9 (Куденко, Павленко, 1998).

Одним из плюсов данного метода является сохранение исходного микроэлементного состава (Куденко, Павленко, 1998) (таблица 1), а также необходимых для питания растений соединений азота (NO2—, NO3—, NH4+).

Таблица Микроэлементный состав растворов до и после утилизации органических отходов в реакторе В исходном растворе В конечном растворе Разбаланс Ботва, 340 Осадок, 68, Элемент Моча, 10 Сумма, Раствор, Сумма, мг сухого мг сухого В мг мл мг 33 мл мг В мг вещества вещества % Общий N 20,1 145,0 86,8 6,9 71,3 43, 165,1 93, 1,8 7,1 7,9 0,6 0,4 4, 8,9 8, S 1,3 33,0 25,7 2,7 5,8 16, 34,3 28, Na 23,5 36,0 47,5 4,1 7,9 13, 59,5 51, K 9,9 1,2 1,5 10,0 2,6 18, 14,1 11, Ca 1,7 0,8 0,5 1,5 0,5 20, 2,5 2, Mg 2,7 2,2 0,5 18, 2,7 2, Fe 0,06 0,05 0,01 0,06 0, Mn 0,06 0,07 0,01 0,06 0, Cu 0,09 0,01 0,11 0,01 0,1 0, Zn Примечание: «» - элемент не обнаружен Преобладающей формой азота является аммонийная, если в исходный раствор входит моча. При минерализации твердых выделений человека примерно в равных количествах зафиксированы NО2— и NH4+.

Конечный продукт окисления отходов может использоваться как самостоятельно в виде жидких удобрений (Ушакова и др., 2009), так и в смеси с другими минеральными удобрениями.

Предлагаемый способ прошел лабораторные испытания и показал положительные результаты (Куденко, Павленко, 1998).

2.2.2 Эксперимент II При определении действия фактора № 2 (способы обработки пшеничной соломы) на микробоценоз почвоподобного субстрата фоном служил ППС без выращиваемых растений редиса и без добавок соломы пшеницы. Перед посевом семян редиса в каждый вегетационный сосуд с почвоподобным субстратомвносили 40 г соломы, обработанной одним из способов (Сысоева и др., 2013):

1 - солому минерализовали физико-химическим способом по методу Ю.А.

Куденко и Р.А. Павленко (1998). Полученный раствор в течение всего периода вегетации равномерно добавляли в раствор для полива растений. В конечном продукте присутствовали все необходимые для растений формы азота: NO2—, NO3—, NH4+ (Куденко, Павленко, 1998);

2 - в ППС вносили сухую пшеничную солому, не подвергшуюся какой либо обработке;

3 - солому ферментировали: предварительно замачивали, выдерживали в термостате при температуре 50оС. Отжатую пшеничную солому вносили в ППС, а сам отжим равномерно добавляли в раствор для полива в процессе вегетации редиса.

Химический анализ состава водной вытяжки соломы был проведен в аналитической лаборатории Института биофизики д.б.н. Г.С. Калачевой.

2.2.3 Схема экспериментаIII Для анализа влияния фактора № 3 (различных несъедобных растительных отходов) на микробное сообщество ирригационного раствора эксперимент проведен по следующей схеме: растения культивировали ирригационным методом (подтапливание ирригационным раствором ванн с растениями) на ППС (рисунок 4) в условиях светокультуры в вегетационной камере при температуре 25 ± 1 С и относительной влажности воздуха 60- % в вегетационных сосудах из нержавеющей стали площадью 0,033 м2 при уровне освещенности 220 - 250 Вт/м2фотосинтетической активной радиации (ФАР) верхних листьев чуфы, 200 Вт/м2 ФАР верхних листьев редиса и Вт/м2 ФАР верхних листьев салата (Величко, и др., 2011;

Velichkoetal., 2013).

Растения чуфы, редиса и салата выращивали в разных ваннах.

Подтапливание растений производили бессменным ирригационным раствором из одного бака двумя насосами последовательно. Подтапливание осуществлялось 1 раз в сутки в режиме чередования. Пшеницу выращивали на отдельном почвоподобном субстрате и не использовали исследуемый ирригационный раствор.

В конце вегетационного периода происходила уборка урожая, высаживались новые растения. При этом в ППС в начале каждой вегетации закладывалась несъедобная биомасса выращенных овощей (полученная в предыдущей вегетации).


Вместо съедобной биомассы высших растений в ППС вносили эквивалентное количество ферментированной соломы пшеницы, ранее выращенной на отдельномпочвоподобном субстрате (Величко, и др., 2011).

Фоном служила микробиота раствора на 66 день эксперимента, когда в вегетационной камере присутствовали все возраста растений (4 возраста чуфы, 2 возраста редиса и салата) до внесения в ППС несъедобных частей выращиваемых растений и соломы пшеницы(рисунок 4).

Последующие микробиологические пробы проведены на 96, 165, 193 и 306 дни опыта. При уборке урожая вместо съедобной биомассы выращиваемых растений в ППС добавлялась пшеничная солома и несъедобные части растений: листья редиса (96, 165, 193 и 306 сутки опыта), стебли и листья чуфы (165, 193 и 306 сутки опыта). Пробы отбирали через двое суток после уборки урожая и внесения растительных отходов.

Несъедобными отходами салата (корнями салата) можно пренебречь, т.к.

ввиду их малой массы корни салата из почвоподобного субстрата никогда не собирали и не удаляли.

Рисунок 4 –Схема эксперимента III Примечание: ППС – почвоподобный субстрат.

Для изучения видового состава микробиоты ирригационного раствора выделили 21 изолят микроорганизмов (11изолятовбактерий в фоне (66 сутки эксперимента) и 10 – в конце использования раствора (306 сутки эксперимента)). Один и тот же вид актиномицета выделялся в течение всего эксперимента.

2.2.4 Микробиологические методы Для выбора техники посева, учета, сред, метода выделения микроорганизмов и т.д. использовали практические руководства (Коротяев, 1998;

Теппер и др. 2004;

Громовых, Прудникова, 2006;

Гусев, Минеева, 2006;

Нетрусов, Котова, 2012).

Для учета численности микроорганизмов использовали метод предельных разведений (Теппер и др. 2004), который широко применяется для определения численности жизнеспособных клеток в различных естественных субстратах.

Сущность его заключается в высеве определенного объема исследуемой суспензии микроорганизмов на плотную среду в чашки Петри и подсчете выросших после инкубации колоний. Принято считать, что каждая колония — потомство одной клетки (Гусев, Минеева, 2006).

Работа этим методом включает три этапа: приготовление разведений, посев на плотную среду в чашки Петри и подсчет выросших колоний.

Посев проводили из различных разведений - в зависимости от группы учитываемых микроорганизмов. Разделив предварительно дно чашки Петри на 4 сектора, 0,05 мл суспензии засевали в каждый сектор, получая по четыре повторности для каждого разведения, что значительно сократило количество чашек Петри со средами.

Для качественного учета микроорганизмов с идентификацией до вида 0,1 мл суспензии высевали в каждую чашку Петри со средой в 3 – повторностях и растирали шпателем.

Подсчет количества микроорганизмов в 1 г сухого веса пробы почвоподобного субстрата проводили по формуле 1:

Б В А=, (1) Г Д где: А - количество клеток в 1 мл раствора;

Б - среднее количество колоний на чашке;

В- разведение, из которого сделан высев;

Г- объем (количество мл) суспензии, из которого сделан высев;

Д- вес пробы, взятой для анализа.

Подсчет количества микроорганизмов в 1 мл ирригационного раствора проводили по формуле 2:

Б В А=, (2) Г где: А - количество клеток в 1 мл раствора;

Б- среднее количество колоний на чашке;

В- разведение, из которого сделан высев;

Г- объем (количество мл) суспензии, из которого сделан высев;

Для получения более полного представления о качественном и количественном составе микробиоты ППС пробы брали из среднего слоя субстрата (с глубины 5 – 10 см) из нескольких точек, затем перемешивали и стерильно отбирали среднюю пробу (1 г сырого веса пробы) для разведений.

Пробы питательных растворов отбирали стерильными пипетками из сосудов с растениями со средней глубины. Индикаторные группы выбирались на основе литературных данных (Тирранен, Шиленко, 2008;

Tirranen, 2001).

Для общего счета аэробных и анаэробных микроорганизмов, бактерий группы кишечной палочки, споровых в стадии спор пользовались методом нанесения капель по Haenel и Mller–Beuthow(1961) в модификации Heyde (1963).

Для общего счета и выделения чистых культур бактерий, усваивающих органический азот, использовали пептонный агар. Актиномицеты и бактерии, усваивающие минеральный азот, учитывали на крахмало-аммиачном агаре (КАА), для выделения микроскопических грибов использовали сусло-агар с антибиотиками (пенициллином и стрептомицином), для бактерий группы кишечной палочки (БГКП) – среду Эндо, для споровых в стадии спор (по Мишустину) – сусло агар + мясо-пептонный агар (МПА), бактерии фитопатогены выделяли на среде с ТТС (трифенилтетразолиумхлорид) (Теппер и др., 2004;

Громовых, Прудникова, 2006).

Анаэробные бактерии выделяли методом «часовых стекол» по Haenel (1961), где в качестве поглотителя О2 использовался штамм Serratiamarcescens.

Чашки со средами для выделения бактерий (кроме кишечной группы) и актиномицетов инкубировали в термостате при температуре 28 – 30оС. Через 2 дня чашки оставляли при комнатной температуре для лучшей обрисовки внешнего вида колоний и выявления их пигментации.

Чашки с КАА оставляли до 20 дней, затем проводили учет актиномицетов. Чашки со средой Эндо инкубировали одни сутки при температуре 43оС, затем подсчитывали число выросших колоний (Частная медицинская микробиология …, 2005). Чашки с сусло-агаром для выделения микроскопических грибов оставляли при комнатной температуре в биксах.

На 5 – 10 день учитывали количество микромицетов.

Статистическую обработку данных проводили по Лакину (1990) и с помощью программы Математическая обработка MicrosoftExcel.

осуществлялась методами корреляционного дисперсионного анализа и оценки параметров при помощи t–критерия Стьюдента.Влияние различных добавок оценивали по критерию разности между численностью микроорганизмов в исследуемых пробах.

Критерием оценки служила стандартная величина нормированного отклонения (tSt), с которой сравнивалось фактическое значение этого критерия (tэксп) для р0,05, р0,01, р0,001(Лакин, 1990;

Кобзарь, 2006;

STATISTICA, version 6,0).

Численность микроорганизмов отдельных физиологических групп определяли методом предельных разведений на жидких элективных средах (Громовых, Прудникова, 2006). Количественный учет проводили по таблице Мак-Креди (Теппер др., 2004), разработанной на основе методов вариационной статистики.

Из групп, участвующих в процессах превращения азотистых веществ, определяли численность аммонифицирующих и денитрифицирующих (косвенных и истинных) микроорганизмов.

Для аммонифицирующих микроорганизмов использовали пептонную воду (ПВ). О наличии роста аммонификаторов судили по помутнению среды и изменению красного цвета лакмусовой бумажки (красная лакмусовая бумага для определения аммиака) на синий – свидетельство выделения аммиака (Коротяев, 1998).

Группу денитрифицирующих микроорганизмов выделяли на среде Гильтая с индикатором бромтимолблау. Изменение цвета среды с зеленого на синий свидетельствовало о присутствии косвенных денитрификаторов, восстанавливающих нитраты до нитритов. По появлению газа велся подсчет истинных денитрификаторов, выделяющих свободный азот в атмосферу.

На среде Гетчинсона учитывали аэробные целлюлозоразрушающие микроорганизмы. Развитие микробов, разлагающих целлюлозу, заметно на границе фильтровальной бумаги со средой. По разложению полосок бумаги судили о наличии данной группы микроорганизмов (Коротяев, 1998).

Для определения силы связи между вносимыми отходами растений и численностью отдельных групп микроорганизмов рассчитывали коэффициент корреляции (r) по методу, заложенному в статистическом пакете MicrosoftExcel (STATISTICA, version 6,0).

В растворе определяли содержание органических веществ (перманганатной и бихроматной окисляемости), нитратной и амидной форм азота (Еськов, Черников, 2005).

5Идентификация выделенных бактерий молекулярно– 2. 2.

генетическими методами В экспериментах с разновозрастной поликультурой овощей на 5–7 день инкубирования проводили учет и выделение чистых культур бактерий из чашек с пептонным агаром с последующей идентификацией до вида.

Все выделенные бактерии проверяли на чистоту путем высева на твердые среды с получением изолированных колоний (Теппер и др., 2004) и последующим микроскопированием препаратов этих бактерий.

Для определения состава бактериального сообщества были использованы молекулярно-биологические методы: клонирование и секвенирование 16s рРНК.

В конце ХХ века были разработаны новые методы определения и идентификации микроорганизмов. В их число входят такие молекулярно биологические методы как полимеразная цепная реакция (ПЦР), микрочипы и др. (Нетрусов, Котова, 2012).

При использовании этих методов необходимо проведение ряда последовательных операций: выделение нуклеиновых кислот (НК), амплификация исследуемых участков НК (при помощи ПЦР), определение чистоты полученного продукта электрофорезом, секвенирование для достоверной идентификации микроорганизма (Нетрусов, Котова, 2012).

Для выделения нуклеиновых кислот из чистой культуры необходимо разрушение клеток микроорганизма детергентами и литическими ферментами (Нетрусов, Котова, 2012).

Увеличение числа копий отдельных исследуемых фрагментов нуклеиновых кислот достигается путем проведении полимеразной цепной реакции (ПЦР).

Метод ПЦР основан на многократной избирательной амплификации определнного участка НК при помощи ферментов-полимераз в искусственных условиях (in vitro). В отличие от амплификации НК в живых организмах (репликации), с помощью ПЦР амплифицируются относительно короткие участки НК.

Первоначально проводят денатурацию — термическое разделение двухнитевой молекулы ДНК (матрицы) на отдельные цепочки. Затем среду охлаждают и вносят праймеры (затравки), комплементарные нуклеотидным последовательностям обеих цепочек. Эта стадия называется отжигом.

Для запуска реакции применяют синтетические праймеры — олигонуклеотиды, состоящие из 10-20 нуклеотидов (Щелкунов, 2004), взаимодействующие с окончаниями последовательностей и образующие последовательности в 50-1000 оснований. Затем в среду вносят тер мостабильную taq-полимеразу (по названию бактерии Thermusaquaticus), что запускает образование вторичных копий цепей ДНК из добавленных в реакционную смесь дезоксинуклеотидтрифосфатов (dNTF), после чего образующиеся двухнитевые молекулы ДНК снова подогревают. ДНК полимераза реплицирует матричную цепь, используя праймер в качестве затравки. Это — стадия элонгации. Образующиеся отдельные цепочки остужают, вносят праймеры и снова повторяют процедуру подогрева и охлаждения;

поскольку taq-полимераза термостабильна, то необходимость в е повторном внесении отсутствует (Щелкунов, 2004). Применение термостабильных полимераз сделало возможной автоматизацию многостадийных синтезов в устройствах с циклическим изменением температуры – амплификаторах (Malcolm, 1991). Обычно проводят 20- циклов ПЦР.

ПЦР позволяет получить большие количества изучаемого фрагмента НК даже в том случае, если в распоряжении исследователя имеется всего лишь одна исходная молекула геномнойНК (Щелкунов, 2004).

Определение микроорганизмов до вида возможно при определении первичной нуклеотидной последовательностинуклеиновых кислот.

Расшифровку нуклеотидной последовательности нуклеиновых кислот принято называть секвенированием (Щелкунов, 2004).

В настоящее время для секвенирования нуклеиновых кислот обычно применяется метод Сэнгера с дидезоксинуклеозидтрифосфатами (ddNTP) (Глик, Пастернак, 2002). После окончания синтеза олигонуклеотидов разной длины проводят электрофорез в полиакриламидном геле на четырех дорожках. Проводят радиоавтографию, которая позволяет «прочесть»

нуклеотидную последовательность секвенируемого сегмента ДНК (Щелкунов, 2004). В результате получается линейное символьное описание, которое сжато поясняет атомную структуру молекулы.

ГЛАВА 3 РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ 3. 1Численность микроорганизмов в физиологических отходах человека, утилизированных физико-химическим способом Для повышения замкнутости круговорота веществ в биологической системе жизнеобеспечения (БСЖО) необходимо использовать физиологические отходы человека и высших растений. Экзометаболиты человека содержат высокое количество санитарно-показательных микроорганизмов (до 1012 КОЕ/ 1 г фекалий) (Поздеев, 2010). Внесение необработанных человеческих отходов в виде удобрений снижает урожайность растений, увеличивает численность отдельных групп санитарно-показательных микроорганизмов и микроорганизмов – индикаторов состояния высших растений (Тирранен и др., 2008;

Тирранен, Бородина, 2011).

Ю.А. Куденко и Р.А. Павленко (1998) разработали процедуру «мокрого» сжигания экзометаболитов человека и растительных отходов перекисью водорода (Н2О2) в переменном электромагнитном поле. А.А.

Tikhomirovetal. (2010) исследовали возможность использования отходов жизнедеятельности человека различной степени обработки в качестве питательного раствора для выращивания растений. Следовательно, необходимо определить наличие микроорганизмов – индикаторов состояния растений - в переработанных физиологических отходах человека.

В ходе проведения экспериментов по окислению твердых и жидких экзометаболитов человека различными объемами перекиси водорода в электромагнитном поле (метод Ю.А. Куденко и Р.А. Павленко) рост микроорганизмов не был обнаружен ни в одном из опытов ни на одной из использованных сред (таблица 2).

Бактерицидное действие на исследованные группы микроорганизмов оказали все объемы перекиси водорода, использованные в работе(таблица 2).

Таблица Численность микроорганизмов на плотных питательных средах в разных вариантах эксперимента (КОЕ* / 1мл раствора) Варианты эксперимента** Группы микроорганизмов 1 2 Бактерии, усваивающие органический азот 0 0 Споровые бактерии в вегетативной стадии 0 0 Споровые бактерии в стадии спор 0 0 Бактерии группы кишечной палочки 0 0 Фитопатогенные бактерии 0 0 Бактерии, усваивающие минеральный азот 0 0 Актиномицеты 0 0 Микроскопические грибы 0 0 Примечание: * КОЕ – колониеобразующие единицы;

0 – роста не обнаружено.

** Варианты эксперимента:

1 – на 1г фекалий – 4 мл Н2О2, на 1 мл урины – 1 мл Н2О2;

2– на 1г фекалий – 2 мл Н2О2, на 1 мл урины – 0,5 мл Н2О2;

3– на 1г фекалий – 1 мл Н2О2, на 1 мл урины – 0,25 мл Н2О2.

Микроорганизмы не обнаружены ни в одном из использовавшихся разведений. Следовательно, даже наименьший объем перекиси водорода, использованный в работе, обладает бактерицидным действием: на 1г фекалий – Н2О2, на 1 мл мочи – 0,25 мл Н2О2 (таблица 2).

Вопросы безопасности людей и взаимодействия организма человека с аутомикрофлорой все чаще возникают с увеличением длительности полетов (Шилов, Лизько, 1980). Наибольшее значение уделяется микробному фактору, определяющему медицинские и технические риски (Ильин и др., 2008).

В результате проведенных исследований установлено, что:

1 - в окисленных физико-химическим способом нативных выделениях человека (фактор № 1) не обнаружены исследованные группы микроорганизмов – индикаторы состояния растений и санитарно– показательные для человека;

растворы, полученные из реактора после окисления 2 экзометаболитов человека, не представляют потенциальной (микробиологической) опасности ни для растений, ни для человека и могут использоваться в качестве удобрения для выращивания растений в системах жизнеобеспечения;

3 - использование минерализованных физиологических отходов человека для выращивания растений в СЖО будет способствовать увеличению замкнутости системы по массообмену.

3. 2 Влияние способа обработки соломы на микробиоту почвоподобного субстрата Для анализа влияния различных способов обработки пшеничной соломы (фактор № 2) на микробиоту почвоподобного субстрата (ППС) был проведен химический анализ воднойвытяжки соломы и подсчитана численность различных индикаторных групп микроорганизмов в ППС.

3. 2. 1 Химический анализ водной вытяжки соломы Для определения возможных причин угнетения или усиления роста микроорганизмов была сделана водная вытяжка соломы и в ней, с помощью масс-спектрометра, были идентифицированы органические вещества, растворимые в хлороформе (рисунок 5).

40, Количество в 500 мл отжима соломы, мг 34, 10, 8, 7, 4, 1 2 3 4 5 Органические соединения Рисунок 5 - Органические вещества в составе водной вытяжки соломы.

Примечание: 1 – фенолы, 2 – углеводороды, 3 – 4-метилфениловый эфир уксусной кислоты, 4 – фталаты, 5 – 3,5,5-триметил-4-(3-оксибутил)2-циклогексен-1-он, 6 – прочие органические соединения Как показывает рисунок 5, в вытяжке содержится ряд соединений фенольной природы, количество которых в почвоподобном субстрате (ППС) может существенно возрастать при микробиологическом разложении лигнина, содержащегося в соломе (Русакова, 2011).

Эти вещества оказывают на ростовые процессы растений иногда активирующее влияние, чаще ингибирующее. Их влияние бывает опосредовано действием на фитогормоны (Плешков, 1976). Так, известно, что одни фенольные соединения необходимы при синтезе ауксина, другие при его распаде.

Экзогенные фенольные соединения чаще выступают как ингибиторы роста и других жизненных процессов. Их действие неспецифично и обусловливается концентрацией. В низких концентрациях они могут стимулировать эти процессы, а в высоких – тормозить и полностью подавлять (Богдан,1981).

Как показано на рисунке 6, наибольше количество из фенольных соединений приходится на 4-амино-2-метил-фенол – 18,273 мг на 500 мл отжима соломы.

Содержание в 500 мл 18, отжима соломы, мг 7, 4, 5, 5 4, а б в г д Фенолы Рисунок 6 –Фенольные соединения в составе водной вытяжки соломы Примечание: а – 4-амино-2-метил-фенол, б – полифенолы, в – 2-метоксифенол, г – 3,4,5- триметоксифенол, д – 4-метокси-ацетатфенол.

3. 2. 2 Микробиоценоз почвоподобного субстрата с добавками пшеничной соломы Данные, полученные в ходе эксперимента, свидетельствуют о зависимости численности отдельных исследованных групп микроорганизмов почвоподобного субстрата от способа обработки пшеничной соломы (Рисунки 7–14).

Численность бактерий, усваивающих органический азот, статистически значимо (Р-значение 0,05), неслучайно (FфFкр) изменялась в зависимости от способа обработки пшеничной соломы, внесенной в почвоподобный субстрат (рисунок 7, таблица 3). Сила влияния фактора № 2 на количество бактерий, усваивающих органический азот, составила 60,87 %.

КОЕ / 1 г сухого ППС, 1 фон 1 2 Варианты эксперимента Рисунок 7 – Количество бактерий, усваивающих органический азотв почвоподобном субстрате (ППС)в зависимости от способа обработки соломы.

Примечание: Варианты опыта: фон – ППС без растений и без соломы;

1 – ППС с соломой, минерализованной перекисью водорода;

2 – ППС с сухой соломой;

3– ППС с ферментированной соломой;

КОЕ – колониеобразующие единицы;

І – доверительный интервал.

Таблица Однофакторный дисперсионный анализ влияния способа обработки соломы пшеницына численность бактерий, усваивающих органический азот Источник вариации SS Fф P-Значение F кр Между вариантами способа обработки 14,0 7,0 0,02 4, пшеницы Внутри вариантов способа обработки 9, пшеницы Итого 23, Показатель силы влияния, % 60, Примечание: SS – дисперсия;

Fф – фактическое значение критерия Фишера;

Р-Значение – статистически значимые различия при Р 0,05;

Fкр– табличное значение критерия Фишера.



Pages:   || 2 | 3 |
 





 
© 2013 www.libed.ru - «Бесплатная библиотека научно-практических конференций»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.