авторефераты диссертаций БЕСПЛАТНАЯ БИБЛИОТЕКА РОССИИ

КОНФЕРЕНЦИИ, КНИГИ, ПОСОБИЯ, НАУЧНЫЕ ИЗДАНИЯ

<< ГЛАВНАЯ
АГРОИНЖЕНЕРИЯ
АСТРОНОМИЯ
БЕЗОПАСНОСТЬ
БИОЛОГИЯ
ЗЕМЛЯ
ИНФОРМАТИКА
ИСКУССТВОВЕДЕНИЕ
ИСТОРИЯ
КУЛЬТУРОЛОГИЯ
МАШИНОСТРОЕНИЕ
МЕДИЦИНА
МЕТАЛЛУРГИЯ
МЕХАНИКА
ПЕДАГОГИКА
ПОЛИТИКА
ПРИБОРОСТРОЕНИЕ
ПРОДОВОЛЬСТВИЕ
ПСИХОЛОГИЯ
РАДИОТЕХНИКА
СЕЛЬСКОЕ ХОЗЯЙСТВО
СОЦИОЛОГИЯ
СТРОИТЕЛЬСТВО
ТЕХНИЧЕСКИЕ НАУКИ
ТРАНСПОРТ
ФАРМАЦЕВТИКА
ФИЗИКА
ФИЗИОЛОГИЯ
ФИЛОЛОГИЯ
ФИЛОСОФИЯ
ХИМИЯ
ЭКОНОМИКА
ЭЛЕКТРОТЕХНИКА
ЭНЕРГЕТИКА
ЮРИСПРУДЕНЦИЯ
ЯЗЫКОЗНАНИЕ
РАЗНОЕ
КОНТАКТЫ


Pages:     | 1 || 3 | 4 |   ...   | 8 |

«Н.П. МАСЮК, Ю.И. ПОСУДИН, Г.Г. ЛИЛИЦКАЯ ФОТОДВИЖЕНИЕ КЛЕТОК Dunaliella Teod. (Dunaliellales, Chlorophyceae, ...»

-- [ Страница 2 ] --

За термином фототаксис (phototaxis) мы сохраняем его первоначальное значение: любое перемещение свободнодвижущихся организмов в пространстве, вызванное светом (Масюк та ін., 1988). Под светозависимыми реакциями подвижных организмов (photoresponse, photoreaction) мы подразумеваем любые немедленные двигательные отклики этих организмов на любые изменения светового стимула.

Светозависимое двигательное поведение биологических объектов – это частный случай общего физического феномена – движения. Поэтому движение организмов может быть описано такими хорошо r известными параметрами, как скорость ( V ), направление ( r ) и траектория ( l ).

Световой стимул, в свою очередь, характеризуется такими параметрами, как интенсивность ( I ), r направление ( s ), спектральный состав ( l ), поляризация света ( P ), продолжительность, частота и форма световых импульсов. Принимая во внимание параметрический характер обеих величин (света и движения), мы считаем, что классификация зависимости движения (фототаксисов) микроорганизмов от света должна основываться на параметрическом принципе (см. табл. 2.1, 2.2). Любую зависимость скорости движения отдельных организмов или их групп от любых параметров светового стимула мы предлагаем называть фотокинезом (photokinesis), а зависимость направления движения отдельных организмов или их групп от каких-либо параметров света именуем фототопотаксисом (phototopotaxis) (Масюк та ін., 1988;

Масюк, Посудин, 1991а). В указанном смысле мы применяем эти термины в последующем тексте.

Предложенная классификация может быть детализирована путем учета добавочных параметров движения и света, возможности их взаимодействия (например, длины волны и интенсивности света, скорости и направления движения), или уточнения некоторых параметров. Предложенные принципы позволяют не только упорядочить существующую терминологию, но и предвидеть еще не изученные связи и запрограммировать дальнейшие исследования.

- 26 ГЛАВА РОД DUNALIELLA TEOD. МОРФОЛОГИЯ, СПОСОБЫ РАЗМНОЖЕНИЯ, ЭКОЛОГИЯ, ГЕОГРАФИЧЕСКОЕ РАСПРОСТРАНЕНИЕ, ВОПРОСЫ СИСТЕМАТИКИ 3.1. ИСТОРИЯ ОТКРЫТИЯ И ОПИСАНИЯ РОДА DUNALIELLA Задолго до описания рода Dunaliella было известно загадочное явление красного “цветения” рапы соленых водоемов, расположенных в низких широтах на всех контенентах земного шара. В 1836 г. Парижская Академия Наук поручила академику Пайену выяснить причины этого явления.

Пайен предположил, что красная окраска рапы зависит от массового развития ракообразного Artemia salina, которое под влиянием высоких концентраций солей разрушается, окрашивая рапу и соль в красный цвет и придавая им характерный запах фиалки. Однако Дюналь [Dunal, 1838, цит. по: Масюк, 1973] выразил сомнение относительно выводов Пайена. В соленых болотах у Монпелье на юге Франции он обнаружил микроскопические водоросли, описанные им под названием Protococcus salinus Dunal и Haematococcus salinus Dunal, массовое развитие которых он считал причиной красной окраски рапы. Специальная комиссия в составе академиков Сент-Илера, Тюрпена и Дюма подтвердила выводы Дюналя. Однако дискуссия по поводу красной рапы продолжалась еще почти сто лет, обогащаясь новыми предположениями и гипотезами.

Что касается открытых Дюналем водорослей, то их систематическое положение из-за отсутствия адекватных иллюстраций и достаточно полных описаний долгое время оставалось спорным. Жоли [Joly, 1840, цит. по: Масюк, 1973] объединил описанные Дюналем виды под названием Monas dunalii Joly. Кон [Cohn, 1865, цит. по: Масюк, 1973] поместил этот вид в род Chlamydomonas, под названием C. dunalii Cohn.

Гансгирг [Hansgirg, цит. по: Teodorescu, 1905] считал эту водоросль разновидностью Sphaerella lacustris var.

dunalii Hansg., а Дюжарден [Dujardin, цит. по: Teodorescu, 1905] отнес ее к роду Diselmis, как D. dunalii Duj.

В 1905 г. были опубликованы результаты исследований Теодореску [Teodorescu, 1905], который пришeл к выводу, что возбудители красного “цветения” рапы – одноклеточные водоросли, лишенные клеточной оболочки, делящиеся и копулирующие в подвижном состоянии, должны быть отнесены к семейству полиблефаридовых в качестве нового рода, названного им в честь М. Дюналя Dunaliella Teod.

Типовым видом этого рода стал единственный известный в то время вид Dunaliella salina (Dunal) Teod. Год спустя был описан еще один вид – Dunaliella viridis Teod. [Teodorescu, 1906, цит. по: Масюк, 1973].

В 70-е годы прошлого века род Dunaliella уже насчитывал более 30 видовых и внутривидовых названий;

некоторые из них оказались nomen nudum и были переведены в синонимы. Dunaliella cordata Pascher et Jahoda, занимавшая в системе рода Dunaliella изолированное положение [Масюк, 1973], была выделена в самостоятельный род Papenfussiomonas Desikachari. В настояще время род Dunaliella насчитывает 28 видов, представленных 33 внутривидовыми таксонами, включая те, которые содержат номенклатурный тип вида (табл. 3.1)3.

Здесь не учтена Dunaliella bardawil (Ben-Amotz et al., 1982a), поскольку в доступных нам литературных источниках мы не нашли ни описания, ни диагноза этого вида, являющегося таким образом nomen nudum. Х.Р. Прайзиг (Dunaliella..., 1992) считает это название синонимом D. salina Teod.

- 27 Таблица 3.1. Внутриродовые таксоны Dunaliella Teod. Размеры клеток Таксон Базионимы, синонимы (длина ширина, мкм) 1 2 Подрод Pascheria Massjuk Dunaliella acidophila (Kalina) 7,6-12,7 1,7-2,3 Spermatozopsis acidophila Kalina Massjuk 15,0 19, D. flagellata Skvortzov 7,0-11,0 4,0-6, D. lateralis Pascher et Jahoda Apiochloris obliqua Pascher 9,0-14,0 6,0-9, D. obliqua (Pascher) Massjuk 9,0-12,0 7,0-9, D. paupera Pascher Подрод Dunaliella Секция Tertiolectae Massjuk Dunaliella parva sensu Butcher, non Lerche;

Dunaliella maritima Massjuk 5,0-19,02,5-15, D. parva f. eugameta Lerche D. polymorpha Butcher 7,0-9,04,0-6, D. primolecta Butcher 5,0-18,03,0-13, 7,0-9,0 4,0-6, D. quartolecta Butcher D. tertiolecta Butcher 5,0-18,04,5-14, Секция Dunaliella D. parva Lerche 9,9-16,04,0-10, D. pseudosalina Massjuk et 11,0-23,06,0-16, Radchenko окончание табл. 3. 1 2 Haematococcus salinus Dunal, Protococcus Dunaliella salina Teodorescu 5,0-29,02,5-21, salinus Dunal, Monas dunalii Joly, Diselmis dunalii Dujardin, Chlamydomonas dunalii Cohn, Sphaerella lacustris var. dunalii Hansgirg, Dunaliella kermesiana sensu Labbe, D. bardawil - ssp. salina 5,0-29,04,0-21, -- f. salina 5,0-23,04,0-19, -- f. magna Lerche 7,5-29,07,5-21, -- f. oblonga Lerche 7,0-28,05,0-13, - ssp. sibirica Massjuk et Radchenko 6,0-24,02,5-20, Секция Virides Massjuk D. baas-beckingii Massjuk 16,0-20,04,0-6,0 Dunaliella sp. 5 (Ruinen, 1938) 6,5-13,0 3,5-8, D. bioculata Butcher D. marina nomen nudum (Kombrink, Wber, 1980) D. carpatica Massjuk 10,0-19,07,0-13, D. gracilis Massjuk 32,0-40,04,0-5,0 Dunaliella sp. 3 (Ruinen, 1938) D. granulata Massjuk 5,0-18,03,0-15, D. media Lerche 10,0-20,03,0-5, Таблица составлена по материалам монографии Масюк, 1973.

См. сноску 1 на с. 32.

- 28 D. minuta Lerche 3,0-13,01,5-10, D. minutissima Massjuk 2,8-6,0 Dunaliella sp. 2 (Ruinen, 1938) 24,0-28,0 12, D. ruineniana Massjuk Dunaliella sp. 4 (Ruinen, 1938) 3,5-13,0 2,0-6, D. terricola Massjuk D. viridis Teodorescu 3,0-18,02,0-15,2 D. salina f. viridis (Teod.) Butcher - var. viridis 5,1-17,0 3,0-15, - - f. viridis - - f. euchlora (Lerche) Massjuk 3,0-17,82,0-11,4 D. euchlora Lerche 9,0-12,0 5,0-7, - var. palmelloides Massjuk Секция Peirceinae 6,0-13,0 3,5-9, D. asymmetrica Massjuk 6,0-12,0 4,0-5, D. jacobae Massjuk Dunaliella sp. 1 (Ruinen, 1938) D. peircei Nicolai et Baas-Becking 7,0-25,03,0-12, 4,0-12,7 3,0-9, D. turcomanica Massjuk 3.2. МОРФОЛОГИЯ Род Dunaliella объединяет одноклеточные зеленые водоросли с двумя изоконтными, изоморфными, изодинамичными жгутиками. Гетеродинамичные жгутики наблюдаются у единственного вида – Dunaliella jakobae [Масюк, 1973].

Клеточная оболочка отсутствует. На поверхности плазмалеммы имеется слизистый покров, видимый в световом микроскопе в препаратах с раствором туши. На тонких срезах в электронном микроскопе вокруг клеток ряда видов (D. salina, D. primolecta, D. tertiolecta, D. acidophila, D. lateralis, D.

bioculata) отчетливо виден покрывающий плазмалемму электронно плотный слой нерегулярной толщины, некристаллической фибриллярной структуры. Составляющие его фибриллы длиной от 25 до 200 нм имеют гликопротеидную природу с примесью N-ацетилглюкозамина [см. обзор: Dunaliella..., 1992]. Поверхность клеток Dunaliella несет негативный электрический заряд [Chardard, 1987, 1990].

Из-за отсутствия прочной клеточной оболочки клетки легко изменяют свою форму, которая может метаболировать у одного и того же вида и даже индивида в широких пределах (рис. 3.1). Вместе с тем форму, которую приобретает большинство свободно движущихся клеток данного вида в благоприятной для него среде, можно считать типичной для этого вида (рис. 3.2-3.6, фото 1). У большей части видов Dunaliella, в том числе у D. salina и D. viridis, типичная форма клеток радиально-симметричная (эллипсоидная, яйцевидная или обратнояйцевидная, грушевидная, цилиндрическая, веретеновидная или шаровидная, на поперечных срезах по всей длине клетки круглая) см. рис. 3.3-3.5. Такая радиальносимметричная форма клеток характерна для представителей секций Tertiolectae, Dunaliella, и Virides. У некоторых видов (представителей секции Peirceinae) типичная форма клеток может быть уплощенной по всей длине клеток или только спереди, билатеральносимметричной, иногда дорзовентральносогнутой или слегка спирально скрученной (см. рис. 3.6). В этом случае поперечные срезы по всей длине клетки или только спереди имеют форму более или менее вытянутого, правильного или неправильного овала. Во всех случаях полярность клеток определяется апикально прикрепленными жгутиками.

В интерфазе клетки имеют единственное ядро, расположенное в передней половине клетки, в вырезке хлоропласта (рис. 3.7). Оно одето двухмембранной пористой оболочкой и содержит ядрышко, окруженное глыбками гетерохроматина [см. обзор: Dunaliella..., 1992].

Хлоропласт один, большей частью чашевидный или блюдцевидный, иногда корытовидный (D.

acidophila), с утолщенной базальной частью и более или менее развитыми боковыми стенками (см. рис. 3.2 3.6, фото 1), иногда фрагментированный по всему объему (D. parva) или только по переднему краю (D.

maritima), редко редуцированный и перфорированный (D. carpatica) до сетчатого (D. flagellata), на - 29 поверхности гладкий, реже гранулированный (D. pseudosalina), в старых клетках, особенно в экстремальных условиях, перед образованием бесполых цист – сильно гранулированный. У Dunaliella sp. [Pascher, Jahoda, 1928, цит. по: Масюк, 1973] хлоропласт в виде тонкой центральной звездчатой пластинки.

Рис. 3.1. «Гомогологичские ряды» модификационной изменчивости формы клеток у видовDunaliella (I - D. salina Teod.;

II - D. granulata Massjuk;

III - D. asymmetrica Massjuk;

IV - D. ViridisTeod. var. viridis f. euchlora (Lerche) Massjuk;

V - D. minuta Lerche): 1 – сферическая;

2 эллипсоидная;

3 – яйцевидная;

4– грушевидная;

5 – дорзовентральная;

6 – гантелевидная;

7 –цилиндрическая;

8 – с волосковидно оттянутым задним концом;

9 – плоская с псевдоподиальными выростами;

10 – полигональная форма клеток (по Масюк, 1973).

Тилакоиды собраны в плотные пачки, число их в пачке может достигать 10 (особенно при высокой концентрации солей в окружающей среде [см. обзор: Dunaliella..., 1992]).

Единственный пиреноид обычно располагается в утолщенной базальной части хлоропласта в окружении многочисленных зерен крахмала (см. рис. 3.3-3.6). У некоторых видов пиреноид центральный (D. ruineniana, Dunaliella sp.), боковой (D. lateralis), или же он отсутствует (D. paupera, D. flagellata).

Обычно парные тилакоиды заходят в пиреноидный матрикс на небольшое расстояние, но они никогда не пронизывают его насквозь [см. обзоры: Масюк, 1973;

Dunaliella..., 1992].

- 30 Рис. 3.2. Пресноводные виды Dunaliella, подрод PasheriaMassjuk: 1,2 - D. paupera Pascher;

3 - D.

flagellata Skvortzov.;

4,5- D. Obliqua (Pascher) Massjuk;

- D. lateralis Pascher et Jahoda;

7-10 - D. acidophila (Kalina) Massjuk (1, 2, 4, 5 – по Пашеру;

3 –по Скворцову;

6 – по Пашеру и Ягоде;

7-10 – по Калина) У некоторых видов в экстремальных условиях в строме хлоропласта накапливается большое количество капель масла, с растворенными в них каротиноидами (см. фото 1, 1), преимущественно b каротином (D. salina, D. parva) или кантаксантином (D. pseudosalina). При этом клетка последовательно приобретает желто-бурую, оранжевую и кирпично-красную окраску. Такие кирпично-красные клетки обычно содержат каротиновые липидные глобулы и за пределами хлоропласта, непосредственно в цитоплазме. В клетках D. bardawil (= D. salina) с каротиновыми глобулами ассоциируются специфические белки (Katz et al, 1995). “Красная форма” D. salina доминирует в гипергалинных водоемах юга Украины.

Однако при рассолаживании рапы, при низкой освещенности, в условиях, благоприятных для роста и размножения этого вида, красные клетки быстро теряют каротин и зеленеют, превращаясь в “зеленую форму” (см. фото 1).

Остальные виды Dunaliella в отличие от названных не обладают способностью к гиперсинтезу каротиноидов в экстремальных условиях и поэтому всегда сохраняют зеленый цвет (см. фото 1, 4). В условиях лабораторных культур, благоприятных для роста и размножения, все виды Dunaliella имеют зеленую окраску.

Рис. 3.3. Морские виды Dunaliella из секции Tertiolectae, подрода Dunaliella: 1 - D. tertiolecta Butcher;

2 - D. primo lecta Butcher;

3 - D. quartolecta Butcher;

4 - D. polymorpha Butcher;

5 - D. maritima Massjuk (1-4 – по Батчеру;

5 – по Масюк).

Стигма, как и у всех зеленых водорослей, является частью хлоропласта. Она расположена под оболочкой хлоропласта, в непосредственной близости от плазмалеммы и состоит из одного, реже двух слоев - 31 окрашенных в оранжевый цвет липидных глобул (Владимирова, 1978). Обычно они не различаются по размерам, плотно упакованы в одной плоскости и от взаимного давления приобретают гексагональную форму, но иногда липидные глобулы, образующие стигму, лежат в строме пластиды свободно, имеют шаровидную форму и могут различаться по своим размерам. Число липидных глобул в стигме увеличивается с возрастом. У D. salina и D. bioculata стигма более тесно связана с тилакоидами, чем у D.

tertiolecta и D. primolecta [см. обзор: Dunaliella..., 1992].

Обычно каждая клетка Dunaliella имеет одну стигму;

та половинка клетки, где она расположена, называется цис-половиной, другая обозначается как транс-половина. В клетках D. bioculata имеется по две стигмы. У D. paupera стигма отсутствует.

Митохондриальные профили на тонких срезах видны в разных частях клетки. Они постоянно присутствуют вблизи базальных тел жгутиков, в периферических областях клетки между хлоропластом и плазмалеммой, а также вокруг ядра. Митохондриальные профили могут формировать сеть, передняя доля которой всегда тесно связана с жгутиковым аппаратом. Число и размеры митохондрий могут изменяться на разных стадиях клеточного цикла [Dunaliella..., 1992].

Диктиосомы (аппарат Гольджи) присутствуют в количестве от двух до четырех;

число цистерн в каждой из них колеблется от 10 до 15. Диктиосомы всегда располагаются между передним краем ядра и базальными телами жгутиков (парабазальное положение), причем формирующая поверхность обращена к плазмалемме и связана с элементами эндоплазматической сети [Melkonian, Preisig, 1984;

Dunaliella..., 1992].

Эндоплазматический ретикулум (ЭР) подстилает почти всю внутреннюю поверхность плазмалеммы, отдельные его элементы связывают ядерную оболочку с базальными телами жгутикового аппарата [Melkonian, Preisig, 1984]. В периоды кратковременных гиперосмотических стрессов наблюдается увеличение объема ЭР. Предполагается, что в эти периоды ЭР резервирует избыточный мембранный материал, образующийся в результате съеживания клеточных органелл [см. обзор: Dunaliella..., 1992].

Рис. 3.4. Гипергалобные виды Dunaliella из секции Dunaliella, подрода Dunaliella: 1 – D. parva Lerche;

2 – D. salina Teodorescu ssp. salina f. salina;

3,4 – D. salina Teod. ssp. salina f. magna Lerche;

5 - D. salina Teod.

ssp. salina f. oblonga Lerche;

6 - D. salina Teod. ssp.

sibirica Massjuk;

7 – D. pseudosalina Massjuk et Radch.

(1 – по Лерхе;

2-7 – по Масюк).

В клетках Dunaliella имеются вакуоли разных типов. Пульсирующие вакуоли наблюдаются лишь в клетках пресноводных видов (см. рис. 3.2, 1, 2, 4-9), у морских и гипергалобных видов они отсутствуют.

Непульсирующие вакуоли могут содержать мембранный материал, пузырьки, гранулы, нитевидные структуры, маленькие липидные глобулы, подобные тем, которые содержатся в хлоропластах. Они составляют заметную ультраструктурную часть цитоплазмы. В последней содержатся также большие липидные глобулы, вакуоли с электронноплотным содержимым (см. рис. 3.3-3.5), в составе которых - 32 обнаружены силиций, фосфор, сера, хлориды. Некоторые вакуоли лишены видимых структурных элементов. В живых клетках хорошо заметны преломляющие свет (рефрактивные) гранулы. Возможно, они соответствуют светлым вакуолям на тонких срезах (см. рис. 3.3).

Рис. 3.5. Гипергалобные виды Dunaliella из секции Viridis порода Dunaliella: 1 – D. vireis Teodorescu var.

viridis f. viridis;

2 – D.viridis Teodorescu var. viridis f.

euchlora (Lerche) Massjuk;

3,4 – D.viridis Teod. var.

palmelloides Massjuk (3 - монадная стадия;

4 - первая стадия образования пальмеллы);

5 – D. Minuta Lerche;

– D. terricola Massjuk;

7 – D. media Lerche;

8 – D.

ruineniana Massjuk;

9 – D. gracilis Massjuk;

10 – D.

baasbeckingi iMassjuk;

11 – D. minutissima Massjuk;

12 – D. granulata Massjuk;

13 - D. carpatica Massjuk;

14 – D.

bioculata Butcher (1- 6;

11-13 - по Масюк;

7 - по Лерхе;

8-10, 14 - по Батчеру).

Тонкая структура жгутикового аппарата типична для Chlorophyceae. Два базальных тела (БТ), если смотреть спереди, расположены друг против друга со смещением по часовой стрелке в положение 1/ (рис. 3.7, А). Если смотреть сбоку, БТ образуют V-образную фигуру (рис. 3.7, Б). Угол между ними колеблется в небольших пределах (90°-130°). Таким образом, в отличие от Chlamydomonas reinhardtii P.A.

Dang. угол между БТ у видов Dunaliella более жестко детерминирован. БТ связаны друг с другом большим поперечно исчерченным дистальным волокном и меньшими не исчерченными проксимальными волокнами.

Периодичность поперечной исчерченности дистального волокна изменяется с изменением угла между БТ.

Чем меньше угол, тем короче расстояние между соседними полосами. Считают, что сокращение и расслабление дистального волокна регулирует ориентацию БТ, связанных с ними жгутиков и направление движения клетки [см. обзор: Dunaliella..., 1992].

Иногда присутствуют два дополнительные БТ, не связанные с жгутиками. Такое расположение БТ, обозначенное М. Мелконианом [Melkonian, 1980;

Melkonian, Preisig, 1984] как типичное для Chlorophyceae, обнаружено у Dunaliella bioculata, Dunaliella sp., D. primolecta, D. tertiolecta и D. salina [Melkonian, Preisig, 1984;

см. обзор: Dunaliella..., 1992].

- 33 Рис.3.6. Гипергалобные виды Dunaliella из секции Peirceinae, подрода Dunaliella: 1,2 – D. peircei Nicolai et Baas-Becking (клетка с широкой и узкой стороны);

3, 4 – D. turcomanica Massjuk (клетка с широкой и узкой стороны);

5, 6 – D. jacobae Massjuk (клетка в разных положениях);

7, 8 – D.

Asymmetrica Massjuk (7 – вид клетки сбоку;

8 – вид клетки с брюшной стороны) (1, 2 - по Лерхе;

3, 4, 7, 8 - по Масюк;

5, 6 - по Руинен).

БТ Dunaliella несут крестообразную корешковую систему типа Х-2-Х-2, характерную для большой группы жгутиконосцев из классов Chlorophyceae и Prasinophyceae. Каждое БТ несет два микротрубочковых корешка, один из которых состоит из двух микротрубочек (МТ), другой - из четырех (см. рис. 3.7). Оба корешка снизу подстилаются волокнистыми структурами (системой волокон І). У Chlamydomonas такие волокнистые структуры обнаружены только на двухтрубочковых корешках, причем они покрывают МТ сверху, а не подстилают их снизу [Melkonian, Preisig, 1984]. МТ всех жгутиковых корешков Dunaliella, располагаясь под плазмалеммой, достигают заднего конца клетки, причем МТ одного из корешков проходят в непосредственной близости от стигмы, между плазмалеммой и наружной мембраной хлоропласта. Жгутик, связанный одним из своих микротрубочковых корешков со стигмой, обозначают как цис-, другой - как транс-жгутик.

Подстилающая микротрубочковые корешки система волокон І заканчивается где-то на полпути, примерно посередине клетки, не достигая ее заднего конца (см. рис. 3.7, Б). Как и у многих других зеленых водорослей, волокна системы І поперечно исчерчены с периодичностью от 25 до 32 нм [Melkonian, 1980, 1989]. При изоляции жгутикового аппарата D. bioculata волокна системы І отделяются от сопровождаемых ими МТ, и картина их исчерченности изменяется [Dunaliella..., 1992].

Рис. 3.7. Схема расположения базальных тел, микротрубочковых и волокнистых корешков у видов Dunaliella: A - вид спереди, базальные тела в положении 1/7 (сдвиг по часовой стрелке);

Б – вид сбоку;

БТ – базальное тело;

Д – дистальное волокно;

ЖГ – жгутик;

П – проксимальное волокно;

Я – ядро;

2-тр. – двухтрубочковый корешок;

4-тр. – четырех трубочковый корешок;

І – система волокон І;

ІІ – система волокон ІІ (ризопласт).

- 34 Кроме волокон системы І, в клетках D. salina обнаружена также система исчерченных волокон ІІ с периодичностью 80-90 нм (см. рис. 3.7, Б). Они образуют мощный волокнистый корешок (ризопласт), соединяющий БТ с ядром и тесно прилегающий к митохондриальному профилю. Такой мощный ризопласт у других видов Dunaliella длительное время не отмечался, но во время раннего митоза у D. bioculata наблюдалась связь между ядром и БТ, названная Марано “нейромоторным аппаратом” [см. обзор: Dunaliella..., 1992]. Наличие такого “нейромоторного аппарата” обнаружено и в клетках Chlamydomonas [Salisbury, 1988]. Системы волокон І и ІІ различаются по химическому составу и, повидимому, выполняют разную функцию.

Установлено, что большое дистальное волокно и ризопласты, соединяющие БТ с ядром, у видов Chlamydomonas, Dunaliella, Tetraselmis и многих других жгутиконосцев содержит специальный белок центрин, являющийся Ca2+-связывающим фосфопротеином [McFadden et al., 1987;

Huang et al., 1988;

Salisbury, 1988;

Melkonian, 1989]. Все волокнистые структуры, содержащие центрин, способны к периодическим сокращениям/расслаблениям, регулируемым раствором, содержащим Ca+ и АТФ.

Предполагается, что у Dunaliella, как и у Chlamydomonas, происходят индуцированные ионами кальция сокращения волокнистых структур клеток, приводящие в движение БТ и управляющие ориентацией клеток, причем частота биения жгутиков от ориентации БТ не зависит [см. обзор: Dunaliella..., 1992].

Фото 1. Объекты исследования фотодвижения: 1, 2 Dunaliella salina Teod. из солесадочного бассейна Крымского содового завода (1 - красная форма;

2 зеленая форма);

3 - D. salina Teod., штамм из солесадочного бассейна Сакского завода;

зеленая форма в начальной стадии накопления каротина;

4 D. viridis Teod., штамм 42 (1, 2, 4 - оригинальные рисунки Г.Г. Лилицкой;

3 - по Н.П. Масюк).

БТ D. bioculata погружены в аморфный электронноплотный материал, из которого исходит система МТ, образующих регулярный остов клетки - цитоскелет, расположенный под плазмалеммой. МТ расположены на расстоянии 60 нм параллельно друг другу. Цитоскелет Dunaliella представляет собой интегрированную систему, в которой БТ и окружающий их аморфный электронноплотный материал составляют центральный элемент, повидимому, играющий роль МТОЦ. Микротрубочковый цитоскелет поддерживает определенную специфическую для каждого вида Dunaliella форму клетки.

Тонкая структура БТ и переходной зоны жгутиков у видов Dunaliella не отличаются от таковых Chlamydomonas. В частности, в переходной зоне жгутиков Dunaliella на поперечном срезе имеется характерная для Chlorophyceae звездчатая структура, на продольном - Н-образная [см. обзор: Dunaliella..., - 35 1992]. У представителя другого класса зеленых водорослей (Сhlorodendrophyceae) - Tetraselmis - в переходной зоне жгутиков, кроме звездчатой структуры, имеется также переходная спираль.

Считают, что сокращение центрина, содержащегося в переходной зоне жгутиков Chlamydomonas, под влиянием ионов кальция может вызывать аутотомию жгутиков. В отличие от Ch. reinhardtii и Tetraselmis subcordiformis (Wille) Hazen аутотомия жгутиков Dunaliella tertiolecta наблюдается лишь при концентрации этанола, вызывающей гибель клеток;

ионы кальция аутотомию жгутиков у этого вида не вызывали [Huber, Lewin, 1987].

Таким образом, суммируя приведенный выше обзор морфологических особенностей Dunaliella, следует подчеркнуть, что этот род отличается от Chlamydomonas не только отсутствием клеточных оболочек и наличием своеобразного клеточного покрова, не только отсутствием пульсирующих вакуолей (у гипергалобных видов), но и более четко фиксированным углом между базальными телами, парабазальным положением диктиосом, тесной связью ризопласта с митохондриальным профилем, иным расположением волокнистых структур системы волокон І и др. Поэтому можно сделать вывод, что клетки Dunaliella не просто “голый эквивалент” клетки Chlamydomonas [ср: Melkonian, Preisig, 1984;

Melkonian, 1990]. Роды Dunaliella и Chlamydomonas (во всяком случае та часть последнего, которую представляет наиболее полно изученный вид C. reinhardtii), возможно, принадлежат к различным эволюционным ветвям в системе зеленых водорослей.

3.3. СПОСОБЫ РАЗМНОЖЕНИЯ Бесполое размножение Dunaliella в жидкой среде происходит путем продольного деления клеток в подвижном состоянии [см. обзоры: Lerche, 1937;

Масюк, 1973;

Ettl, 1983;

Dunaliella..., 1992]. Митоз и цитокинез имеют черты, характерные для Chlorophyceae: коллапсирующее телофазное веретено и фикопласт. В профазе ядро мигрирует в переднюю часть клетки, к базальным телам. В конце профазы наблюдается разрыв большого дистального и проксимальных волокон, соединяющих БТ родительской клетки и созревание пробазальных тел. Особенностью видов Dunaliella является то, что во время митоза жгутики остаются соединенными со своими БТ и поэтому позволяют легко отличить старые БТ от новых.

Две образовавшиеся пары БТ разделяются, причем каждая пара состоит из одного старого и одного нового БТ. Различия в зрелости БТ может обусловить развитие функционально различных жгутиков. В течение профазы ядерная оболочка сохраняется, развивается внутриядерное веретено.

В метафазе в ядерной оболочке появляются полярные окна, между которыми располагается ядерное веретено. Две новые пары БТ функционируют как центросомы, способствующие удлинению ядерного веретена. В это время перед ранней телофазой появляются новые пробазальные тела, созревающие к ранней профазе следующего митотического раунда. Такая полуконсервативная дупликация и бифазное развитие БТ характерны для многих жгутиконосцев, они ведут к асимметрии БТ в молодых дочерних клетках.

В телофазе тесный контакт между БТ и ядром утрачивается. В поздней телофазе ядерная оболочка замыкается вокруг дочерних ядер, возвращающихся в интерфазное положение, а ядерное веретено коллапсирует.

Цитокинез осуществляется с помощью борозды деления, с участием фикопласта – пучка МТ, расположенных в плоскости деления. Первые признаки деления хлоропласта появляются еще в профазе в виде делящегося пиреноида. Полное разделение хлоропласта имеет место только во время цитокинеза.

Новые жгутики вырастают только после завершения цитокинеза [см. обзоры: Масюк, 1973;

Dunaliella..., 1992].

Последовательность деления различных органелл легко нарушается и может задерживаться на определенных стадиях, особенно в старых культурах. При этом образуются уродливые формы, размножающие либо жгутики, либо пиреноиды, либо глазки. Часто наблюдаются клетки с двойным количеством всех органелл, напоминающие промежуточные стадии копуляции [см. обзор: Масюк, 1973].

- 36 На последних стадиях деления дочерние клетки в течение некоторого времени остаются соединенными своими боковыми поверхностями, постепенно вытягивающимися в более или менее короткий, узкий мостик, заполненный бесцветной цитоплазмой. Мостик, соединяющий две новообразованные дочерние клетки, может удлиняться, превращаясь в тонкую эластичную нить. Обычно обе еще не разъединившиеся дочерние клетки вращаются во взаимно противоположных направлениях, причем одна из клеток проявляет большую активность. При этом соединяющий их цитоплазматический мостик постепенно удлиняется, утоньшается и в конце концов разрывается. Разрыв мостика может происходить посередине или вблизи одной из дочерних клеток;

в результате обе или только одна из новообразованных клеток несут на своей боковой поверхности бесцветный тонкий отросток, впоследствии втягивающийся внутрь. Чем энергичнее движение, тем быстрее происходит разрыв [Масюк, 1973].

Весь процесс деления в зависимости от условий окружающей среды может длиться от 30 мин. до 3,5 часов [Teodorescu, 1905;

Масюк, 1973].

На твердом субстрате (агаризованная питательная среда) наблюдается разобщение процессов деления клеточных органелл и цитокинеза. В результате образуются гиганские клетки с большим числом пиреноидов и других клеточных органелл, которые затем последовательно или одновременно делятся на большое число дочерних клеток с образованием колоний;

иногда наблюдается почкование [Масюк, 1973].

В неблагоприятных условиях (бессолевые или, наоборот, очень концентрированые среды) некоторые виды Dunaliella (D. salina, D. viridis) способны переходить в пальмеллевидное состояние. При этом клетки втягивают жгутики, округляются, выделяют обильную слизь, в которой многократно делятся, образуя большие скопления зеленых клеток неправильной или полигональной формы. В таком неподвижном состоянии водоросли могут сохранять жизнеспособность неопределенно долго. При подходящих условиях они снова вырабатывают жгутики, восстанавливают обычную форму и подвижность [Масюк, 1973]. В цикле развития D. viridis var. palmelloides пальмеллевидная стадия является доминирующей [Масюк, 1973].

Одной из форм перенесения неблагоприятных условий является образование бесполых цист, существование которых у видов Dunaliella, было поставлено под сомнение [Lerche, 1937]. Однако впоследствии наличие у D. salina бесполых цист, по содержанию ДНК не отличающихся от вегетативных клеток, было доказано [Loeblich, 1969]. Они образуются при резком опреснении природной рапы или при кристаллизации солей в насыщенных растворах, при высушивании и в других неблагоприятных условиях [см. обзоры: Масюк, 1973;

Dunaliella..., 1992]. Цисты представляют собою неподвижную покоющуюся стадию и имеют вид шаровидных толстостенных клеток с мелкозернистой поверхностью и гранулированным содержимым темнокрасного цвета. Перед прорастанием цисты зеленеют, их содержимое делится с образованием 2-4 клеток, которые освобождаются через отверстие в оболочке [Масюк, 1973].

Половой процесс гологамного типа наблюдали у ряда видов Dunaliella (D. salina, D. parva, D.

peircei, D. viridis var. euchlora, D. minuta). Гаметангии у видов Dunaliella отсутствуют. Большинство изученных видов гомоталличны, лишь D. salina оказалась гетероталличным видом. Внешне половой процесс Dunaliella напоминает изогамию многих хламидомонад, так как копулирующие клетки Dunaliella не отличаются между собой своими размерами. Слияние их сопровождается склеиванием жгутиков и образованием специальных копуляционных структур. Зиготы – неподвижные шаровидные клетки, окруженные толстой гладкой оболочкой. Содержимое их может быть зеленым, красным или наполовину красным и наполовину зеленым (в зависимости от окраски копулирующих клеток). После периода покоя они прорастают с образованием до 32 клеток, при этом происходит мейоз. Дочерние клетки освобождаются через отверстие в оболочке материнской клетки [см. обзоры: Масюк, 1973;

Dunaliella..., 1992].

Таким образом, в отличие от Chlamydomonas Dunaliella не имеет специализированных клеток для бесполого (зооспоры, апланоспоры) и полового (гаметы) размножения. Отсутствуют также спорангии и гаметангии, цикл развития гаплобионтный.

- 37 3.4. ЭКОЛОГИЯ И ГЕОГРАФИЧЕСКОЕ РАСПРОСТРАНЕНИЕ Небольшой по объему род Dunaliella, имеет широкую экологическую амплитуду. Виды этого рода обитают, как в водной среде (преимущественно), так и в наземных условиях - в почве (Dunaliella terricola), или на поверхности кристаллов NaCl на солончаках и солеразработках (D. salina, D. viridis, D. turcomanica). Виды, населяющие водные среды, приспособлены к разным условиям солености (от олиго- до гипергалинных) и к амплитуде рН от 1 до 11. Обитатели пресноводных водоемов: D. lateralis, D. paupera, D. obliqua, D. flagellata и D. acidophila - крайне редкие, эндемичные, реликтовые виды, встречающиеся большей частью единично и не играющие большой роли в природе.

Род Dunaliella широко известен благодаря галобным, прежде всего гипергалобным видам, развивающимся в гипергалинных водоемах всего мира в массовом количестве и вызывающим красное и зеленое “цветение” рапы. Они принадлежат к числу тех немногочисленных видов, представленных большим числом особей, которые населяют крайние экологические ниши с экстремальными условиями существования.

Гипергалобные виды Dunaliella - обитатели исключительно гетерогенной группы минерализованных водоемов, разнообразных по происхождению (морские и континентальные), характеру донных отложений (корневые и грязевые), степени обводненности (сухие и рапные), минерализации (миксогалинные, эвгалинные, гипергалинные), по химическому составу рапы (карбонатные, сульфатные, хлоридные, натриевые, хлормагниевые, поликальциевые, олигокальциевые, содовые и др.). Нередко одни и те же виды (чаще всего D. salina и D. viridis) обитают в соленых водоемах различных типов. Они распространены в причерноморских, приазовских и прикаспийских водоемах морского происхождения, в карстовых озерах Донецкой области, в континентальных сибирских озерах, соленых водоемах Карпат и Кавказа с родниковым питанием. Они обнаружены в пересыхающих крымских “засухах” и среднеазиатских “шорах”, на соляных горах солеразработок, нередко окрашенных в зеленоватый или розовый цвета, в естественных и искуственных солесадочных басейнах (солеварнях), в рапных озерах и лиманах [см. обзор:

Масюк, 1973].

Типичные гипергалобы D. salina, D. viridis и др. в природных условиях развиваются при общей концентрации солей до 330 г/л, до 30-32° по Боме и при плотности рапы (d) до 1,285. Однако такие условия солености не являются оптимальными для данных видов, которые не принадлежат к числу стеногалобных организмов. Отсутствие массовых вегетаций этих видов в слабо минерализованных, миксо- и эвгалинных водоемах объясняется не их облигатной гипергалобностью, а, по всей вероятности, их низкой конкурентоспособностью в условиях водоемов с пониженой соленостью [Масюк, 1973]. Наблюдения в природе и экспериментальные данные свидетельствуют о широкой солевыносливости, как гипергалобов (D.

salina, D. viridis, D. peircei, D. media D. minuta и др.), так и некоторых эвгалобов (например, D. tertiolecta), что позволяет отнести их к эвригалобным организмам [Масюк, 1973].

Галобные виды Dunaliella весьма толерантны к изменениям химического состава рапы, что объясняет возможность их вегетации в хлоридных озерах Эльтон и Баскунчак на Поволжье, в Мертвом море Израиля, в сульфатных водоемах Прикаспия, Средней Азии и Западной Сибири, калиевых сточных водах Калушского комбината Ивано-Франковской области, производственных бассейнах Крымского содового завода, натриевых, магниевых, поликальциевых и олигокальциевых водоемах всего мира [см. обзор: Масюк, 1973].

Благодаря способности к активному движению, клетки Dunaliella в природных бассейнах могут изменять свое местопребывание в процессе поисков оптимальных условий освещения, температуры и газового режима. В теплое время года, днем клетки гелиофильного вида D. salina обычно скапливаются у поверхности рапы, ночью опускаются в придонные слои. Зимой большинство вегетативных и покоящихся клеток Dunaliella пребывают на дне водоема, где аккумулируется наиболее концентрированная и теплоемкая рапа. Ранней весной именно в придонных слоях рапы начинается оживленная вегетация водорослей, окрашивающих их в зеленый или розовый цвета, в то время как поверхностные слои еще долгое - 38 время остаются прозрачными, неокрашенными. Летом, когда степень освещенности крымских водоемов достигает 100000 лк и более, наблюдается своеобразное распределение Dunaliella в толще рапы. Красные, богатые каротином клетки D. salina скапливаются у ее поверхности, а зеленые клетки этого вида и клетки некаротиноносных видов парят в более глубоких придонных слоях рапы. В Мертвом море вегетативные клетки D. viridis были обнаружены на глубине 50 м. В конце лета – начале осени в солесадочных бассейнах во время выпадения в осадок хлористого натрия значительная часть клеток Dunaliella осаждается на дно вместе с кристаллами солей [см. обзор: Масюк, 1973].

Сезонная динамика D. salina описана на примере испарительных бассейнов Сакского и Сасык Сивашского солепромыслов в Крыму. В условиях этих водоемов вегетативные клетки этого вида наблюдались в рапе в подвижном состоянии в течение всего года при колебаниях температуры воздуха от 15° до +35 °С. Максимальная продукция биомассы приходилась на теплое время года (от поздней весны до поздней осени) и совпадала с красным “цветением” рапы. Зимой и ранней весной этот вид был представлен в рапе единичными зелеными клетками [Масюк, 1973].

В минерализованных водоемах разных типов в зависимости от степени минерализации, химического состава рапы и других факторов виды Dunaliella входят в состав разных биоценозов. Нередко в планктоне соленых и горькосоленых сульфатных и хлоридных водоемов (например, в солесадочных бассейнах на юге Украины и в Калифорнии) они доминируют в виде “монокультуры” одного-двух видов.

Для планктона олигокальциевых хлоридных водоемов с соленостью 140-280‰ (например, оз. Эльтон) характерна ассоциация D. salina + Asteromonas gracilis Artari. Дно таких водоемов покрыто синезелеными водорослями. Для близких к биологической смерти хлор-магниевых крымских озер типа Перекопских и Сакского в его наиболее концентрированной части характерна ассоциация D. viridis + D. salina с разрастанием синезеленых водорослей на дне.

В мелких пересыхающих лужах с перенасыщенными рассолами на солончаках Средней Азии обнаружена ассоциация D. asymmetrica + D. pseudosalina + D. turcomanica с примесью Pedinomonas tenuis Massjuk. На засухах и засоленных почвах Азербайджана и Средней Азии доминирует D. terricola.

При уменьшении солености ниже 25°B разнообразие флористических комплексов увеличивается.

К видам Dunaliella присоединяются Tetraptera halophila Razumov, Tetraselmis tetrathele (G.S. West) Butcher, Asteromonas gracilis, Carteria sp., Raciborskiella salina Wislouch., Chlamydomonas spp., Cryptomonas salina Wislouch, ряд видов синезеленых и диатомовых водорослей.

Для некоторых водоемов с соленостью 16-25°B (Мойнакское озеро в Крыму, Артемовские соленые водоемы Донецкой области) характерен биоценоз D. viridis + Artemia salina с примесью диатомовых и синезеленых водорослей. Вода Карабогаза “кишит” бактериями и водорослями, среди которых массового развития достигает Aphanothece salina Elenk. et Danil., Dunaliella salina и D. viridis.

В Антарктиде (пролив Мак-Мерфо) Dunaliella sp. вместе с видами диатомовых водорослей входила в состав доминантов флоры льда. С уменьшением солености и увеличением флористического богатства роль видов Dunaliella в биоценозах уменьшается [см. обзор: Масюк, 1973].

Род Dunaliella распространен на шести континентах земного шара, включая Антарктиду;

каждый вид имеет свой характерный для него географический ареал. Более 50% всех видов составляют эндемики.

Узкоэндемичный характер имеют все пресноводные виды, для каждого из них известно по одному местонахождению в центральной Европе (D. lateralis, D. paupera, D. obliqua, D. acidophila) или в Восточном Китае (D. flagellata). К числу эндемов следует отнести также большинство морских видов (норвежский эндем D. tertiolecta, английские – D. polymorpha, D. quartolecta и D. primolecta), а также ряд гипергалобных видов (калифорнийские эндемы D. peircei и D. media, австралийские – D. baas-beckingii, D. ruineniana и D.

gracilis, туркменские – D. pseudosalina и D. turcomanica). В некоторых случаях (морские эндемичные виды) эндемизм может быть кажущимся, условным, в других - он может быть обусловлен разными причинами.

Среди эндемов отмечены как палеоэндемы (главным образом пресноводные виды), так и неоэндемы (гипергалобные калифорнийские, австралийские и туркменские эндемы) [Масюк, 1973].

- 39 Наиболее широко распространены гипергалобные виды D. salina и D. viridis, обладающие наиболее высокоразвитым полиморфизмом;

они относятся к ксеромеридиональному элементу с мультирегиональным типом ареалов. Эти виды найдены в Европе (Средиземноморье, побережье Черного, Азовского и Каспийского морей), Азии (степная зона Западной Сибири, Казахстан, Средняя Азия, Индия, Ява), Северной и Южной Америке (США: штаты Калифорния, Невада и Юта;

Венесуэла, Бразилия, Чили), Северной Африке (Алжир, пустыня Сахара), Австралии. Повсюду, на всех континентах за исключением Антарктиды эти виды распространены в аридных зонах, т.е. в условиях, способствующих образованию водоемов с высокой степенью минерализации воды.

К ксеромеридиональному элементу принадлежат и другие гипергалобные виды (D. parva, D.

minuta, D. minutissima, D. jacobae) с евразийскоавстралийским типом ареалов, а также D. terricola и D.

asymmetrica, имеющие более ограниченные ареалы евразийского типа. Всем гипергалобным видам Dunaliella свойственны прерывистые ареалы, обусловленные прерывистым распределением на поверхности Земли соленых водоемов.

Обширные географические ареалы свидетельствуют о больших адаптационных возможностях видов в сочетании с их большой древностью.

3.5. ПОЛОЖЕНИЕ РОДА Dunaliella В СИСТЕМЕ ЗЕЛЕНЫХ ВОДОРОСЛЕЙ В течение ХХ ст. взгляды на систематическое положение рода Dunaliella претерпели существенные изменения. Первоначально этот род был отнесен к семейству Polyblepharidaceae [Teodorescu, 1905], которое помещали в отдельный порядок Protococcales, объединявший зеленые водоросли монадной, коккоидной, пальмеллоидной и даже нитчатой структуры [Printz, 1927, цит. по: Масюк 1973]. Вест и Фритч [West, Fritsch, 1927;

Fritsch, 1935, цит. по: Масюк 1973] впервые отнесли его к порядку Volvocales, объединявшему водоросли монадной и пальмеллоидной структуры. Пашер [Pascher, 1927, цит. по: Масюк 1973] впервые ограничил порядок Volvocales зелеными водорослями монадной организации.

Первоначально считали [Dill, 1895, цит. по: Масюк 1973], что семейство Polyblepharidaceae объединяет наиболее примитивные, лишенные клеточных оболочек зеленые жгутиковые водоросли – ближайшие родственники гипотетических жгутиковых предков зеленых растений. Фритч [Fritsch, 1929, 1935, цит. по: Масюк 1973], наоборот, полагал, что лишенные клеточных оболочек зеленые жгутиконосцы являются вторично упрощенными, производными от хламидомонадовых. Пашер [Pascher, 1932, цит. по:

Масюк 1973] впервые выдвинул гипотезу о параллелизме зеленых жгутиковых, покрытых клеточными оболочками и без них, впоследствии развитую Эттлом (Ettl, 1981, 1983, цит. по: Масюк 1973).

Параллельно с пополнением семейства Polyblepharidaceae все новыми родами и разрастанием его объема кристаллизовалось убеждение 1) о его бльшей отграниченности от других Volvocales и 2) о его гетерогенности. Это привело к повышению таксономического ранга полиблефаридовых водорослей до уровня подпорядка Polyblepharidineae [Huber-Pestalozzi, 1961, цит. по: Масюк 1973], порядка Polyblepharidales [Коршіков, 1938] или даже класса Protoblepharidineae [Skuja, 1948, 1964, цит. по: Масюк 1973]. Этот процесс завершился, наконец, расчленением полиблефаридовых sensu lato между двумя подклассами: Protochlorineae и Eu-Volvocineae [Коршіков, 1938] или тремя классами: Prasinophyceae, Loxophyceae и Chlorophyceae [Christensen, 1962, 1966, цит. по: Масюк 1973].

Поскольку семейство Polyblepharidaceae вместе с типовым родом Polyblepharides P.A. Dang.

перешло в класс Prasinophyceae, а род Dunaliella, оставленный в пределах класса Chlorophyceae, сохраняет в нем достаточно обособленное положение, его помещают в отдельное семейство Dunaliellaceae T.A. Chr.

[Christensen, 1962, цит. по: Масюк, 1973] и порядок Dunaliellales H. Ettl 1983. В понимании разных авторов [Ettl, 1983;

Melkonian, 1990] объем этого порядка разный. Несомненным является ближайшее родство Dunaliella и Asteromonas Artari, что подтверждается данными молекулярной кладистики [Friedl, 1997;

Proschold et al., 2001].

Таким образом, согласно современным представлениям, род Dunaliella Teod. относится к семейству Dunaliellaceae, порядку Dunaliellales, классу Chlorophyceae, отделу Chlorophyta царства Viridiplantae.

- 40 3.6. ВНУТРИРОДОВАЯ КЛАССИФИКАЦИЯ На основании морфологоэкологического и физиологобиохимического критериев род Dunaliella разделяют на два подрода: Dunaliella и Pascheria Massjuk и четыре секции: Dunaliella, Tertiolectae Massjuk, Virides Massjuk и Peirceinae Massjuk [Масюк, 1973]. Ниже приводятся определьные таблицы для идентификации внутриродових таксонов в пределах рода Dunaliella.

Таблица для определения подродов и секций рода Dunaliella І. Вегетативные клетки с пульсирующими вакуолями...............................................................Подрод 1. Pascheria.

ІІ. Пульсирующие вакуоли в вегетативных клетках отсутствуют.......... ….Подрод 2. Dunaliella.

1. Вегетативные клетки всегда зеленые. Ростовой оптимум солености 2-4% (поли- и эвгалобные виды)................................................. ………………….Секция 1. Tertiolectae.

2. Вегетативные клетки способны в экстремальных условиях изменять зеленую окраску на бурую, оранжевую или кирпично-красную. Ростовой оптимум солености 6-12% (гипергалобные виды)..................................................................…Секция 2. Dunaliella.

3. Вегетативные клетки всегда зеленые. Ростовой оптимум солености 6-10% (гипергалобные виды) А. Клетки радиально-симметричные................................………………………Секция 3. Virides.

Б. Клетки билатерально-симметричные, дорзовентрально согнутые или слегка асимметричные.............................................................................….Секция 4. Peirceinae.

Таблица для определения видов подрода Pascheria І. Хлоропласт без пиреноида 1. Клетки радиально-симметричные, яйцевидные. Глазок отсутствует……………………..1. D. paupera.

2. Клетки радиально-симметричные, шаровидные. Глазок в передней четверти клетки....................................................................................................................................2. D. flagellata.

3. Клетки грушевидные, дорзовентрально-согнутые. Глазок вентральный, почти посередине клетки.................................................................................................................3. D. obliqua.

ІІ. Хлоропласт с пиреноидом.

1. Клетки веретеновидные, дуговидно согнутые.

Пиреноид базальный...........................................................................................................4. D. acidophila.

2. Клетки яйцевидные или эллипсоидные. Пиреноид латеральный………………………....5. D. lateralis.

Таблица для определения видов подрода Dunaliella I. Секция Tertiolectae 1. Цитоплазма без гранул. Хлоропласт на переднем крае фрагментирован..................…6. D. maritima.

2. Гранулы в цитоплазме присутствуют. Хлоропласт не фрагментирован.

А. Мелкие бесцветные светопреломляющие гранулы рассеяны по всей цитоплазме.................................................................................................................7. D. tertiolecta.

Б. Гранулы локализированы в определенных частях клетки а. Многочисленые темные неправильной формы гранулы в виде плотной линейной или U-образной зоны в передней части к……...........................8. D. polymorpha.

б. 4-6 больших сферических гранул на дне вырезки хлоропласта....................9. D. primolecta.

в. 3-10 мелких светопреломляющих гранул в апикальной части клетки................................................................................................................10. D. quartolecta.

II. Секция Dunaliella 1. Стигма диффузная, плохо заметная....................................................................................11. D. salina.

2. Стигма с отчетливаыми контурами, хорошо заметная.

А. Стигма маленькая, эллипсоидная.....................................................................................12. D. parva.

Б. Стигма крупная, палочковидная...........................................................................13. D. pseudosalina.

- 41 III. Секция Virides І. Клетки с двумя стигмами................................................................................................................14. D. bioculata.


ІІ. Клетки с одной стигмой 1. Хлоропласт тонкий, перфорированный..........................................................................15. D. carpatica.

2. Хлоропласт массивный, на переднем крае фрагментированный.................................16. D. granulata.

3. Хлоропласт не перфорированный и не фрагментированный А. Клетки шаровидные.................................................................................................17. D. minutissima.

Б. Клетки эллипсоидные или грушевидные, с расширенным задним концом..............................................................................................................................................18. D. viridis.

В. Клетки цилиндрические а. Длина клетки до 13 мкм.................................................................................................19. D. minuta.

б. Длина клетки 16-20 мкм.....................................................................................20. D. baas-beckingii.

Г. Клетки расширены посередине, спереди и сзади сужены а. Длина клетки 24-28 мкм, ширина 12 мкм..............................................................21. D. ruineniana.

б. Длина клетки 32-40 мкм, ширина 4-5 мкм..................................................................22. D. gracilis.

Д. Клетки расширены спереди, сзади сужены а. Задний конец клетки постепенно сужен и закруглен. Длина клетки 3-13 мкм.......................................................................................................................................23. D. terricola.

б. Задний конец клетки резко сужен и оттянут. Длина клетки 10-20 мкм...........................................................................................................................................24. D. media.

IV. Секция Peirceinae 1. Клетки плоские. билатерально-симметричные А. Клетки уплощенные только на переднем конце. Длина клетки 4-13 мкм...................................................................................................................................25. D. turcomanica.

Б. Клетки уплощены по всей длине. Длина клетки 7-25 мкм ……………………….... 26. D. peircei.

2. Клетки дорзовентральные или слегка асимметричные А. Стигма маленькая. Жгутики гетеродинамичные.......................................................27. D. jacobae.

Б. Стигма большая. Жгутики гомодинамичные.......................................................28. D. asymmetrica.

Таблица для определения внутривидовых таксонов Dunaliella salina І. Клетки яйцевидные, широко эллипсоидные или почти цилиндрические, спереди суженные...............................................................................................................................................Ssp. salina.

1. Клетки до 29 мкм длиной и до 21 мкм шириной...................................................................F. magna.

2. Клетки меньших размеров А. Клетки яйцевидные или широко эллипсоидные.................................................................F. salina.

В. Клетки цилиндрические......................................................................................................F. oblonga.

ІІ. Клетки обратнояйцевидные, иногда расширенные посередине.....................................................Ssp. sibirica.

Таблица для определения внутривидовых таксонов Dunaliella viridis І. В цикле развития преобладает пальмеллевидная стадия........................................................Var. palmelloides.

ІІ. В цикле развития преобладает монадная стадия..............................................................................Var. viridis.

1. Клетки грушевидные. Средний объем клеток превышает 200 мкм3 ……………………....F. viridis.

2. Клетки эллипсоидные. Средний объем клеток менее 200 мкм3.........................................F. euchlora.

- 42 ГЛАВА ИССЛЕДОВАНИЕ ПАРАМЕТРОВ ФОТОДВИЖЕНИЯ DUNALIELLA 4.1. ОБЪЕКТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ Характеристика водорослей. Объектами исследований были альгологически чистые культуры двух видов Dunaliella Teod.: D. salina Teod., штамм № 10 и D. viridis Teod., штамм № 42 из коллекции Института ботаники им. Н.Г. Холодного НАН Украины [Масюк, Терещук, 1983]. Наиболее полные сведения о роде Dunaliella можно найти в монографии Н.П. Масюк (1973), где представлена обширная библиография по разным направлениям исследований этого рода (см. также гл. 3 в настоящем издании).

Характерной особенностью Dunaliella spp. по сравнению с другими зелеными жгутиковыми, фотодвижение которых изучали до настоящего времени, является отсутствие клеточной стенки;

клетки окружены лишь тонкой бесцветной цитоплазматической мембраной (плазмалеммой), покрытой снаружи нерегулярным слоем гликопротеидной природы [Melkonian, Preisig, 1984]. В связи с отсутствием плотных клеточных покровов форма клеток может изменяться в процессе движения (см. рис. 3.1). На переднем конце клетки находятся два изоконтных, изоморфных и изодинамических жгутика, совершающих одновременные плавные веслообразные движения. Они вызывают поступательное и одновременно вращательное движения клеток. Базальные тела жгутиков у видов Dunaliella связаны дистальным поперечнополосатым соединительным волокном. Предполагается, что функция его сводится к координации биений жгутиков (см.

рис. 3.7) [Melkonian, Preisig, 1984]. От базальных тел жгутиков Dunaliella spp. отходит система жгутиковых корешков (4-2-4-2), выполняющих функции цитоскелета, равномерно распределяющего по всей клетке напряжение, вызванное биением жгутиков [Melkonian, Preisig, 1984].

Существует гипотеза, согласно которой жгутиковые корешки определяют расположение клеточных органелл, например стигмы, относительно жгутикового аппарата [Melkonian, 1978]. Стигма (глазок) находится в передней трети клетки. Она является частью хлоропласта и расположена у его верхней боковой поверхности. У D. viridis стигма всегда хорошо заметна, крупная, выпуклая, с отчетливыми контурами, яркокрасная;

у D. salina стигма слабо окрашена, бледнорозового цвета, с неотчетливыми контурами.

Исследуемые виды Dunaliella различаются по форме и размерам клеток (см. табл. 3.1, см. рис. 3.4, 2 и 3.5, 1, фото 1). Длина жгутиков у D. salina примерно равна длине клетки, у D. viridis превышает ее в 1,3 раза.

Культивирование. Используемые в экспериментах водоросли выращивали на основной питательной среде, содержащей соли (в г/л): NaCl - 116;

MgSO47H2O - 50;

KNO3 - 2,5;

K2HPO4 - 0,2. Плотность среды при таком наборе солей составляла 1,1 г/см3;

рН 6-7 (рН регулировали с помощью концентрированной щелочи) [Масюк, 1973]. Температура воздуха при выращивании составляла 21 ± 1 0С. В экспериментах изучали культуры 3-6-дневного возраста.

4.2. МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ ПАРАМЕТРОВ ФОТОДВИЖЕНИЯ DUNALIELLA 4.2.1. Экспериментальная установка Фотодвижение Dunaliella исследовали на созданной с этой целью экспериментальной системе видеомикрографии, в которой микроскоп был соединен с видеокамерой и монитором (рис. 4.1, фото 2).

Излучение источника 1 белого света (лампа накаливания мощностью 300 Вт) формировали в параллельный пучок света с помощью коллиматора 2. Затем пучок света пропускали через стеклянный 3 и жидкостный инфракрасные фильтры, а при необходимости регистрации световых кривых - также через интерференционный фильтр 5. После этого свет под углом 30° направляли на плоскость предметного стекла с нанесённой на него суспензией водорослей, которое находилось на предметном столике 6 микроскопа 12.

При исследовании спектральных зависимостей фототопотаксиса использовали галогенную лампу 7 (типа КГ - 43 24 х 250), излучение которой пропускали через монохроматор 8 (типа УМ-2). Действие поляризованного света изучали, используя источник света 9, конденсор 10, поляризатор 11. Параметры фотодвижения оценивали с помощью системы регистрации, состоящей из видеокамеры 13, блока сопряжения 14 и монитора 15 (см. рис. 4.1). Интенсивность света фиксировали с помощью измерителя мощности ИМО-2, освещенность образца определяли люксметром Ю-116.

Фото 2. Внешний вид экспериметальной системы видеомикрографии, предназначенной для исследования фотодвижения клеток Dunaliella (разработка авторов).

Рис.4.1. Схема системы видеомикрографии для исследования фотодвижения водорослей: 1 – источник белого света;

2 – коллиматор;

3-стеклянный инфракрасный фильтр;

жидкостный инфракрасный фильтр;

5- интер ференционный фильтр;

6 – образец напредмет номстолике микроскопа;

7 - галогенная лампа;

8 – монохроматор;

9 – источник света;

10 – конденсор;

11 – поляризатор;

12 – микроскоп;

13 – видеокамера;

14 – блок сопряжения;

15 - монитор [Posudin et al., 1992].

4.2.2. Измерение скорости движения клеток водорослей Скорость движения отдельных клеток оценивали путем фиксирования с помощью секундомера времени прохождения ими определенного (142 мкм) расстояния на калибровочной сетке, отображенной на экране и отградуированной с помощью объект микрометра. Каждая точка на графиках зависимости скорости движения клеток от какого-либо параметра светового стимула представляет собой результат усреднения нескольких (от 10 и более) измерений скорости движения разных клеток для одного образца суспензии. При изменении интересующего нас параметра светового стимула использовали свежий образец культуры, находящейся в стандартных условиях. Таким образом, точки на графиках представляют собой средние значения скорости поступательного движения клеток (n 10), а разноски по оси ординат среднеквадратические отклонения. Воспроизводимость результатов измерений скорости движения клеток при данных условиях опыта составляла около 98,5 %. Фотокинетической реакцией клеток на изменение интенсивности света следует считать (в относительных единицах) величину R1 = (V1 - V0)/V0, где V1 и V0 скорости движения клеток при данной и минимальной ( 1 Вт/м2) интенсивности света соответственно [Посудин и др., 1988].


- 44 4.2.3. Измерение фототопотаксиса Траектории движения клеток наносили на полиэтиленовую пленку, размещенную на экране телевизора.

Траекторию движения каждой клетки оценивали с помощью вектора, длина которого равна расстоянию, которое в среднем проходила клетка на протяжении 1 с, а направление образовывало с проекцией направления распространения света в площади предметного стекла определенный угол. Все зафиксированные на протяжении 5 мин после включения света векторы распределяли в 12 секторах полярной диаграммы, координатами которой были угол aі, образованный центральной осью каждого сектора с проекцией направления стимулирующего света на плоскость предметного стекла и количество клеток Ni, размещенных в каждом секторе (рис. 4.2) [Посудін та ін., 1991]. Статистический анализ регистрируемого таким образом углового распределения клеток проводили с помощью теста Релея, V-теста, c2-критерия и метода моментов [Mardia, 1972;

Batschelet, 1981;

Hder et al., 1981]. Количественную оценку углового распределения клеток, двигающихся под воздействием светового стимула, оценивали с помощью r вектора R, компоненты которого представляют собою средние значения сумм синусов и косинусов измеряемых углов aі :

1 sin a cos a, ;

i i N N где N – число исследуемых клеток. Этот вектор характеризуется величиной r и направлением q, которые определяются [Mardia, 1972] по формуле:

cos a i arccos sin a i cos a i 2 N r= + ;

q=. ( 4.1 ) N N R Метод, основанный на сравнении величины z = Nr2 с табличным значением zr, называется тестом Релея;

этот тест позволяет оценить существенность отличия наблюдаемого углового распределения клеток от изотропного распределения.

V-тест предусматривает оценку величины Nrcos(q - q0):

V= N при V 0 фототопотаксис – положительный;

при V 0 – отрицательный. Возможность определения знака фототопотаксиса является преимуществом метода.

Для оценки относительного количества клеток, которые двигаются в заданном направлении под действием бокового света, полярную диаграмму разбивали на три группы. В первую входили клетки, которые двигались в направлении распространения стимулирующего света (в границах сектора 60°), во вторую – клетки, которые двигались в противоположном направлении (в том же секторе), в третью – клетки, которые двигались во всех других направлениях. При изотропном распределении относительное количество клеток, которые двигаются в упомянутых трёх направлениях, составляла бы соответственно 25, 25, и 50 %.

Степень отклонения фактического распределения клеток от изотропного, т.е. относительное количество клеток, которые двигаются в заданном направлении, оценивали с помощью критерия c2 [Рокицкий, 1973;

Batschelet, 1981].

- 45 Рис.4.2. Геометрия взаимодействия света, направленного под углом 30° к плоскости предметного стекла, с клетками водорослей, которые размещены на нем: N1 – количество клеток, зарегистрированных в i-том секторе;

ai– угол, образованный центральной осью данного сектора с проекцией направлении распростра нения света на плоскости предметного стекла.

Поскольку при неизменной интенсивности освещенности разные клетки обоих исследуемых видов Dunaliella способны одновременно двигаться в двух направлениях (к источнику света и от него), для оценки степени бимодальности такого распределения, тоесть относительного количества клеток, которые двигаются во взаимно противоположных направлениях, использовали метод моментов [Mardia, 1972]. Суть метода заключается в оценке относительного числа m клеток, двигающихся по направлению к источнику света или от него. Величина m определяется из уравнения [Mardia, 1972]:

(2 m - 1)А(К) = С cos l 0 S sin l 0 ( 4.2 ), где А(К) – табличная величина [Mardia, 1972];

1 1 cosa ;

sin a ;

l C= S= arctg ( S / C ).

= i i N N Спектр действия фототопотаксиса количественно определяли с помощью параметра F(l), характеризующего относительное число клеток, способных ориентироваться относительно направления распространения стимулирующего света, т.е. двигаться к источнику света или в противоположном направлении. Этот параметр определяется как F(l) = R(l) ¤ N(l), где R(l) = (n - n­)/(n + n­), где n и n­ число клеток, которые двигаются к источнику света или от него на протяжении 5 минут с момента включения источника света (в границах сектора 60°) [Hder et al., 1981];

N(l) - число квантов стимулирующего света, которые попадают на препарат, причем N(l) ~ Il, где I - интенсивность стимулирующего света, l - длина световой волны. Определению спектра действия фототопотаксиса предшествовало установление зависимости параметра F от интенсивности стимулирующего света для разной длины волны и определение интервала, в границах которого эта зависимость имеет линейный характер. В наших исследованиях этот интервал не превышал 1 Вт¤м2.

4.2.4. Фурье-преобразование углового распределения клеток При построении гистограмм углового распределения движущихся в ответ на световой стимул микроорганизмов приходится сталкиваться со следующим обстоятельством. Помимо клеток, демонстрирующих собственно ориентацию относительно направления распространения стимулирующего света, вклад в угловое распределение вносят и те клетки, которые движутся по случайным законам (например, за счет рассеянного света, столкновений и т.д.), создавая на фоне распределения своеобразный «шум». Избавиться от этого «шума» можно с помощью Фурье-анализа углового распределения движущихся микроорганизмов [Emerson, 1980;

Zimmermann, 1981;

Hder, 1986a;

Hder, Lipson, 1986;

Hder, Grienbow, 1987]. Суть данного метода сводится к построению углового распределения клеток;

реализации быстрого Фурьепреобразования, предусматривающего разложение сложного сигнала в набор гармоник, образующих - 46 дискретный спектр в зависимости от частоты;

осуществлению процедуры сглаживания, в результате которой в спектре остаются гармоники с низкой частотой (или с большей амплитудой);

проведению обратного преобразования (Фурье-синтеза), с помощью которого можно построить избавленное от «шумов»

угловое распределение и оценить истинные тенденции в движении микроорганизмов.

В этих опытах траектории движущихся клеток отмечали на полиэтиленовой пленке, расположенной на экране телевизора. Все поле зрения микроскопа при этом было разделено на 48 секторов по 7,5° каждый;

траектория каждой клетки заносилась, в зависимости от угла, который она составляла с направлением распространения стимулирующего света, в соответствующий сектор. Совокупность числа таких траекторий представляет собой реальное угловое распределение клеток, сопровождающееся случайными погрешностями измерений («шумами»), затрудняющими анализ полученных результатов и выявление закономерностей движения клеток. Затем реальное распределение клеток подвергалось Фурье преобразованию. Основной вклад в угловое распределение клеток вносят гармоники первых порядков, тогда как гармоники более высоких порядков обусловливают «шумы». Отсюда вытекает необходимость в обратном Фурье-преобразовании данных, полученных после удаления гармоник высших порядков [Посудин и др., 1991].

Число гармоник N, которыми мы ограничивались в процессе Фурье-преобразования, составляет 7;

при меньших значениях N гистограмма слишком огрубляется, при больших значениях - резко возрастает влияние «шумов», которые искажают форму гистограммы [Посудін та ін., 1991].

4.3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИЗМЕРЕНИЯ ПАРАМЕТРОВ ФОТОДВИЖЕНИЯ DUNALIELLA 4.3.1. Фотокинез и фотокинетические реакции Целью данного этапа исследований являлось экспериментальное изучение фотокинеза и фотокинетических реакций двух видов Dunaliella, проявляющихся в средней скорости поступательного и вращательного движения клеток и их зависимости от изменения характеристик светового стимула. Зависимость средних значений скорости поступательного движения клеток исследуемых видов Dunaliella от интенсивности белого света представлена на рис. 4.3. Максимальные значения средних скоростей поступательного движения при температуре 20 0С, составляющие (48 ± 2) мкм/с для D. salina и (36 ± 2) мкм/с для D. viridis, достигались в интервале освещенностей образца 150-550 лк, что соответствует интенсивности света 0,3-0, Вт/м2 [Посудин и др., 1988]. Установлено, что дальнейшее увеличение освещенности приводит к уменьшению поступательной скорости.

Эти результаты близки к аналогичным величинам, зарегистрированным для Euglena gracilis (оптимальная освещенность, вызывающая максимальную скорость движения клеток E. gracilis, - 300 лк) [Wolken, Shin, 1958], но существенно ниже оптимальной освещенности в случае фотокинеза Anabaena variabilis (1000 лк) [Nultsch,1975]. В целом скорость движения клеток обоих видов Dunaliella на один-два порядка выше скорости движения синезеленых и красных водорослей [Nultsch, 1980], не обладающих жгутиковым аппаратом, но несколько ниже, чем у Chlamydomonas reinhardtii [Racey et al., 1981] и E. gracilis [Bovee, 1968;

Haupt, 1959]. Вместе с тем, следует отметить, что жгутиковые эукариотические водоросли движутся со скоростью того же порядка, что и жгутиконосные бактерии, обладающие иным типом строения жгутиков [Громов, 1985] и использующие в процессе движения иной источник энергии [Евтодиенко, 1985] (табл. 4.1).

- 47 Таблица 4.1. Скорость поступательного движения клеток некоторых микроорганизмов Скорость движения клеток, Таксон Литература мкм/с Porphyridium cruentum 0,05 Nultsch, Anabaena variabilis 0,5 “ Dictyostelium discoideum 0,1 “ Micrasterias denticulata 1,0 “ Pinnularia nobilis 2,8 “ Nitzschia palea 6,0 “ Navіcula peregrina 18,0 “ Dunaliella salina 48±2 Посудин и др., Dunaliella vіridis 36±2 “ Chlamydomonas sp. 200,0 Racey et al., Euglena gracilis 160 Wolken, Shin, Euglena gracilis 84 Bovee, Euglena rubra 20 “ Thiospirillum jenense 87 “ Chromatium okenii 46 “ Pseudomonas aeruginosa 56 “ Escherichia coli 16 “ Bacillus licheniformis 21 “ Sporosarcina urea 28 “ Нами обнаружено, что скорость движения клеток при постоянной интенсивности света не изменяется существенно в процессе измерений, которые составляли несколько минут для данного образца;

в то же время клетки достаточно быстро реагируют на любое изменение интенсивности стимулирующего света.

Фотокинетические реакции обоих видов на изменение интенсивности белого света идентичны (см.

рис. 4.3). Нами не обнаружены также статистически достоверные изменения скорости поступательного движения клеток обоих видов при воздействии на них поляризованного света по сравнению с белым неполяризованным светом той же интенсивности (см. рис. 4.3), что свидетельствует о некристаллической недихроичной природе фоторецепторов у этих видов.

Зависимость скорости поступательного движения двух видов Dunaliella от длины волны стимулирующего света нами не установлена;

в отношении других водорослей имеются противоречивые данные: одни авторы [Ascoli, 1975;

Hder, Hder, 1989b] объясняют такую зависимость участием фотосинтетических пигментов в фотокинетической реакции Euglena gracilis (хлорофилла b и/или b каротина), хотя против этой гипотезы свидетельствует демонстрация позитивной фотокинетической реакции Astasia longa – водоросли, у которой отсутствует фотосинтетический аппарат [Mast, 1911];

другие авторы сообщают о сильном влиянии синего света на фотокинетические реакции E. gracilis [Diehn, 1973].

- 48 Рис. 4.3. Зависимость средних значений скорости поступательного движения Dunaliella salina(1)и D. viridis (2) от интенсивности белого неполяризованного (сплошные разноски) и поляризованного (штриховые разноски) света и фотокинетические реакции R(I) обоих видов (3) на изменение интенсивности белого света. По оси ординат: слева – скорость поступательного движения клеток, справа – фотокинетическая реакция. По оси абсцисс – интенсивность света I, освещенность образца Е и изменение интенсивности света DI [Посудин и др., 1988].

Противоречивыми остаются на сегодняшний день и данные о фотокинетических реакциях Chlamydomonas reinhardtii – согласно данным одних авторов [Feinleib, Carry, 1967] у этой водоросли отсутствуют фотокинетические реакции, тогда как в других исследованиях обнаружена положительная фотокинетическая реакция Chlamydomonas после длительной темновой адаптации [Nultsch, Throm, 1975]. До сих пор остается невыясненным, с какими фоторецепторами связаны фотокинетические реакции Euglena gracilis и Chlamydomonas reinhardtii – фотосинтетическими (как это имеет место у прокариот [Hder, 1979а]) или специализированными рецепторами синего света.

Количественные оценки скорости вращательного движения клеток двух видов Dunaliella вокруг собственной продольной оси свидетельствует о том, что максимальные значения этого параметра составляли 0,52±0,04 об/с для D. salina и 0,54±0,04 об/с для D. viridis, которые наблюдались в области освещенности 150-550 лк (рис. 4.4). Клетки Dunaliella могут вращаться не только вокруг своей продольной оси, но двигаться по спиральной траектории.

Рис. 4.4 Зависимость скоростивращательного движения n клеток Dunaliella viridis (-·-) и D. Salina ( o -) от освещенности Е образца белым светом/ - 49 4.3.2. Фототопотаксис Целью исследований было установление количественных характеристик фототопотаксиса двух видов Dunaliella в зависимости от интенсивности и спектрального состава светового стимула с применением различных статистических методов оценки экспериментальных данных. Результаты статистической обработки данных измерений углового распределения подвижных клеток двух видов рода Dunaliella при разной (в диапазоне 0-40 000 лк) освещенности (рис. 4.5) представлены в табл. 4.2. и 4.3, где НС отклонение от изотропного распределения клеток несущественно;

С - отклонение от изотропного распределения клеток существенно. Согласно с тестом Релея, существенные отклонения углового распределения клеток обоих видов от изотропного имеют место при освещенности 500 лк и 40000 лк, а для D. viridis - еще и при 30 лк (уровень значимости составлял Р = 0,05).

Подобные результаты получены также с помощью V-теста, который, однако, позволил повысить степень вероятности анизотропного распределения клеток для D. viridis (освещенность 30 лк, Р = 0,01, табл.

4.3) и выявить его для другого вида - D. salina (освещенность 30 лк, Р = 0,05, табл. 4.2).

Спектр действия фототопотаксиса F(l) исследуемых видов Dunaliella находится в пределах 400- нм и имеет два максимума - при длине световой волны 410-415 нм и при 465-475 (рис. 4.6) [Посудін та ін., 1991]. Форма спектра действия фототопотаксиса для D.salina и D.viridis идентична. В этих же границах (400-520 нм) находится спектр действия фототопотаксиса D.salina, наблюдавшийся в работе других авторов [Wayne et al., 1991]. Отмеченное в последней работе расположение максимумов при 460 нм и 520 нм можно объяснить использованием в качестве объекта исследования другого штамма этого вида [Wayne et al., 1991]).

Рис. 4.5. Диаграмма углового распределения подвижных клеток Dunaliella salina (зеленая форма) (а) и D. viridis (б) при разных освещенностях образца (стрелка указывает направление распространения стимулирующего света) [Посудін та ін., 1991].

- 50 Рис. 4.6. Спектр действия фототопотаксиса двух видов Dunaliella Teod. По оси абсцисс – длина световой волны, нм;

по оси ординат – параметр F(l), отн. ед.

[Посудін та ін., 1991].

Таким образом, проведенные нами эксперименты позволили выяснить зависимость характера углового распределения подвижных клеток двух видов Dunaliella под влиянием бокового стимулирующего света от интенсивности освещенности в диапазоне 0-40 000 лк (рН 6-7, температура 21 0С). Позитивный фототопотаксис обоих видов наблюдался при освещенности 30 лк и 500 лк. Более высокая степень освещенности вызывала более интенсивный фототопотаксис. D. viridis оказалась более чувствительной к низкому уровню освещенности (30 лк), чем D. salina. При 1 500 лк у обоих видов наблюдался переход от позитивного к негативному фототопотаксису, при 40000 лк оба вида в условиях лабораторной культуры проявляли негативный фототопотаксис.

Интересно сравнить полученные нами экспериментальные данные по зависимости фототопотаксиса двух видов Dunaliella от уровня освещенности исследуемых образцов с литературными данными относительно других видов подвижных водорослей. Максимум фототопотаксиса Ochromonas danica наблюдался при освещенности 1,25 лк [Hder et al., 1981], Euglena gracilis - 50 лк [Hder et al., 1981], Phormidium ambiguum – 50-200 лк [Nultsch, 1962], Nitzschia communis - 200 лк [Nultsch, 1971], Chlamydomonas reinhardtii – 500-1000 лк [Feinleib, 1977;

Nultsch et al., 1971]. Переход от позитивного к негативному фототопотаксису у O. danica имел место при освещенности 12,5 лк [Hder et al., 1981], у E.

gracilis – при 250 лк [Hder et al., 1981], у Ph. ambiguum – 1000-10000 лк [Nultsch, 1971], у Micrasterias denticulata – 4000 лк [Neuscheler, 1967], а у Ch. reinhardtii – при 100000 лк [Nultsch et al., 1971]. Итак, полученные нами характеристики фототопотаксиса клеток лабораторных популяций Dunaliella salina и D.

viridis находятся в границах, установленных и для других водорослей. Среди них наибольшей фоточувствительностью отличается золотистая водоросль O. danica, наибольшей фотовыносливостью – зеленая водоросль Ch. reinhardtii. Близкими к последнему виду по высокой степени фотовыносливости выступают природные популяции D. salina (так называемая «красная форма», клетки которой богаты каротином и глицерином) [Масюк, 1973].

Таблица 4.2. Результаты статистической обработки различными методами экспериментальных данных, касающихся зависимости углового распределения подвижных клеток Dunaliella salina от уровня освещенности образца боковым стимулирующим светом (рН 6–7, температура 21 0С). Здесь и в табл. 4.3 N – число наблюдаемых клеток Е, лк Параметры оценки 0 30 500 1500 фототопотаксиса N 105 112 144 104 1 2 3 4 5 Тест Релея r R:

Параметры вектора - 51 угол q (градусы) - 171 190 174 длина, r (отн.ед.) 0,09 0,12 0,27 0,08 0, Значение параметра z=Nr2:

фактическое 0,85 1,59 10,73 0,75 44, табличное:

при Р = 0,05 2, при Р = 0,01 4, Степень вероятности:

для Р = 0,05 НС НС С НС С для Р = 0,01 НС НС С НС С 1 2 3 4 5 V-тест Значения параметра V:

-8, фактическое -1,30 1,78 +4,63 +1, табличное:

для Р = 0,05 1, для Р = 0,01 2, Степень вероятности:

для Р = 0,05 НС НС С НС С для Р = 0,01 НС НС С НС С c -критерий Значения c2(число степеней свободы n=2):

фактическое 3,73 4,59 18,75 1,83 16, табличное:

для Р = 0,05 5, для Р = 0,01 9, Степень вероятности:

для Р=0,05 НС НС С НС С для Р=0,01 НС НС С НС С Метод моментов Значения параметр m 0,50 0,63 0,76 0,60 0, Сопоставление результатов двух тестов (Релея и V-теста) для двух исследуемых видов рода Dunaliella дает возможность сделать вывод, что в условиях лабораторного эксперимента D. viridis начинает проявлять способность к фотоориентации при более низких уровнях освещенности (30 лк), чем D. salina, что согласуется с нашими наблюдениями в природе [Масюк, 1973]. Преимуществом V-теста является то, что он позволяет отличить позитивный фототопотаксис (V 0) от негативного [Mardia, 1972;

Hder et al., 1981].

Итак, согласно V-тесту, оба исследуемые вида Dunaliella при освещенности 30 и 500 лк проявляют позитивный, а при освещенности 40000 лк – негативный (см. рис. 4.5, табл. 4.2, 4.3) фототопотаксис.



Pages:     | 1 || 3 | 4 |   ...   | 8 |
 





 
© 2013 www.libed.ru - «Бесплатная библиотека научно-практических конференций»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.