авторефераты диссертаций БЕСПЛАТНАЯ БИБЛИОТЕКА РОССИИ

КОНФЕРЕНЦИИ, КНИГИ, ПОСОБИЯ, НАУЧНЫЕ ИЗДАНИЯ

<< ГЛАВНАЯ
АГРОИНЖЕНЕРИЯ
АСТРОНОМИЯ
БЕЗОПАСНОСТЬ
БИОЛОГИЯ
ЗЕМЛЯ
ИНФОРМАТИКА
ИСКУССТВОВЕДЕНИЕ
ИСТОРИЯ
КУЛЬТУРОЛОГИЯ
МАШИНОСТРОЕНИЕ
МЕДИЦИНА
МЕТАЛЛУРГИЯ
МЕХАНИКА
ПЕДАГОГИКА
ПОЛИТИКА
ПРИБОРОСТРОЕНИЕ
ПРОДОВОЛЬСТВИЕ
ПСИХОЛОГИЯ
РАДИОТЕХНИКА
СЕЛЬСКОЕ ХОЗЯЙСТВО
СОЦИОЛОГИЯ
СТРОИТЕЛЬСТВО
ТЕХНИЧЕСКИЕ НАУКИ
ТРАНСПОРТ
ФАРМАЦЕВТИКА
ФИЗИКА
ФИЗИОЛОГИЯ
ФИЛОЛОГИЯ
ФИЛОСОФИЯ
ХИМИЯ
ЭКОНОМИКА
ЭЛЕКТРОТЕХНИКА
ЭНЕРГЕТИКА
ЮРИСПРУДЕНЦИЯ
ЯЗЫКОЗНАНИЕ
РАЗНОЕ
КОНТАКТЫ


Pages:     | 1 |   ...   | 2 | 3 || 5 | 6 |   ...   | 8 |

«Н.П. МАСЮК, Ю.И. ПОСУДИН, Г.Г. ЛИЛИЦКАЯ ФОТОДВИЖЕНИЕ КЛЕТОК Dunaliella Teod. (Dunaliellales, Chlorophyceae, ...»

-- [ Страница 4 ] --

Рис. 6.3. Продольный срез через стигму Chlamydomonas reinhardtii на котором видны слоя пигментированных глобул с подстила ющими их изнутри двойными тилакоидными мембранами [Foster, Smyth, 1980] Рис. 6.4. Интерференционный рефлектор, типа четвертьволновой пластины, состоящей из чередующихся слоев, толщина которых равна длины волны, с высоким (В) и низким (Н) показателями преломления. Волнистые стрелки показывают прохождение и отражение световой волны в различные промежутки времени.

Вертикальные стрелки показывают зоны максимальной интенсивности света [Foster, Smyth, Рис. 6.5. Высокая плотность иквазикристаллическое расположение мелких внутримембранных частиц на обращенной к цитоплазмеповерхности плазмалеммыChlamydomonasreinhardtiiР.

А. Dang. в районе,прилегающем к стигме (очерчено линией), (фото М.

Мелкониана, из: Nultsch, 1983).

Структурная специализация внутримембранных частиц на цитоплазматической поверхности (PF, protoplasmic face, согласно терминологии [Branton et al., 1975]) плазмалеммы в области глазка обнаружена у всех исследованных видов. Показано, что плазмалемма Chlamydomonas reinhardtii в районе глазка специализирована также в отношении химического состава протеинов и липидов [Melkonian, 1981;

Melkonian, Robenek, 1984]. Что касается наружной мембраны хлоропластной оболочки, то здесь выявлены разнообразные варианты от полного отсутствия структурной специализации до ее отчетливой выраженности. На внутренней мембране хлоропластной оболочки и тилакоидных мембранах специализация внутримембранных частиц в районе глазка не обнаружена [см. обзор: Melkonian, Robenek, 1984].

Если световые лучи попадают на боковую часть клетки, где расположена стигма, фоторецептор получаетсигнал, усиленной интенсивности равной сумме интенсивностей падающего и отраженного света.

Если освещается противоположная сторона клетки, сигнал полученный фоторецептором, ослабляется благодоря абсорбции света внутренним содержимым клетки и стигмой, а также отражением от стигмы.

Таким образом, модулируя свет, стигма образует антенну, определяющую местоположение источника света.

Описанный эффект усиливается, благодаря чередованию в стигме нескольких пигментированных и непигментированных слоев с периодичностью примерно равной 1/4 длины волны востринимаемого света.

При освещении клетки со стороны стигмы в результате интерференции падающего и отраженного света несколькими пигментированными слоями стигмы образуется несколько максимумов интенсивности, местоположение которых совпадает с расположением плазмалеммы и тилакоидных мембран, находящихся внутри стигмы. При освещении клетки с противоположной стороны возникают несколько минимумов в тех же положениях внутри стигмы, что усиливает контраст в восприятии света, падающего с двух противоположных сторон. На основании этих данных предполагается, что фоторецепторные пигменты локализированы, как на наружных мембранах (плазмалемме и наружной мембране хлоропластной оболочки), так и на тилакоидных мембранах [Foster, Smyth, 1980].

Подобные предположения высказывались и ранее. Возможность расположения фоторецептора на плазмалемме в районе стигмы аргументировалась тем, что такая локализация обеспечивает прямую связь фоторецептора с локомоторным аппаратом, так как плазмалемма непосредственно переходит в мембрану, окружающую жгутики [Arnott, Brown, 1967;

Walne, Arnott, 1967]. Связь внутренних мембран с жгутиками не столь очевидна. Однако, для многослойных стигм, где создается несколько зон интерференционных контрастов, предположение о локализации фоторецепторных пигментов не только на наружных мембранах, но и внутри стигмы, на поверхности тилакоидных мембран, представляется весьма вероятным.

Использование наряду с наружными (плазматической и хлоропластной) мембранами внутренних тилакоидных может увеличивать площадь фоторецепции и усиливать ее эффективность [Foster, Smyth, 1980]. Следует заметить, что у криптофитовых водорослей фоторецептор также находится внутри хлоропласта.

Структура фоторецепторного ("глазкового") аппарата изучена примерно у 90 видов зеленых водорослей по более 30 различным признакам (см. обзор: Melkonian, Robenek, I984), причем обнаружены значительные пределы вариабельности этих признаков. По своей форме глазки бывают эллипсоидными, яйцевидными, палочковидными, округлыми или неправильными, иногда треугольными Их наружная поверхность в зависимости от количества слоев пигментированных глобул может быть плоской, вогнутой или выпуклой. Размер глазков колеблется от 0,28 мкм2 (в зооспорах Chlorosarcinopsis gelatinosa Chantanachat et Bold) до 9 мкм2 в передних вегетативных клетках Volvox (L.) Ehrenb. и в женских гаметах Bryopsis lyngbye Lyngb. = B. plumosa (Hudson) C.Ag.). Количество пигментированных глобул в одном глазке варьирует от 25 (в зооспорах Pleurastrum sp.) до 2000 (Volvox sp.). Размеры глобул обычно находятся в пределах 80-130 нм, иногда достигают 200 нм. Обычно размер глобул в глазках зеленых водорослей довольно постоянен, однако иногда наблюдаются различия даже в пределах одного глазка - в разных слоях или даже в одном слое. В последнем случае различия в размерах пигментированных глобул коррелируют с нарушением правильной плотной гексагональной их упаковки. У некоторых празинофициевых (Nephroselmis olivacea Stein, Mamiella gilva (Parke et Rayns) Moestrup) в глазках, составленных из разновеликих глобул, гексагональная упаковка глобул не наблюдается. По своей электронной плотности глобулы глазка отличаются от других осмиофильных глобул в том же хлоропласте (пластоглобул, пиреноглобул), что свидетельствует о различиях в их химическом составе. Иногда наблюдаются различия в электронной плотности глобул в пределах глазка. У Nephroselmis Stein периферические глобулы более плотные, чем внутренние, а в зооспорах Fritschiella Iyengar и Cylindrocapsa Reinsch глобулы разной плотности беспорядочно расположены в пределах одного слоя.

В стигмах различных представителей зеленых водорослей наблюдаются разные варианты взаимного расположения слоев пигментированных глобул и тилакоидных мембран (рис. 6.6). Различают три основных типа.

1. Тип Chlamydomonas Ehrenb. Между слоями пигментированных глобул находится единственный тилакоид тесно прижатый к тыльной стороне глобулярного слоя (рис. 6.3, 6.6, 1). Между этим тилакоидом и последующим слоем глобул находится довольно обширное пространство, заполненное гранулированным веществом. При удачной фиксации материала этот промежуток выглядит электроннопрозрачным. Такой тип - 84 строения наблюдается в многослойных стигмах двужгутиковых хламидомонадовых (Chlamydomonadaceae) и четырехжгутикового Hafniomonas Ettl et Moestrup [Foster, Smyth, I980;

Ettl, Moestrup, I980;

Melkonian, Robenek, 1984].

2. Тип Tetraselmis Stein. Между слоями пигментированных глобул находится слегка раздутый единственный тилакоид, контактирующий с обоими смежными глобулярными слоями (см. рис. 6.6, 3).

Такой тип строения наблюдается в двухслойных стигмах видов Tetraselmis Stein и Carteria Dies., а также зооспор Schizomeris leibleinii Ktz., Uronema belkae, Ulothrix zonata Ktz., гамет Acetabularia mediterranea Lamour. [Manton, Parke, 1965;

Parke, Manton, 1965, 1967;

Crawley, 1966, I970;

McLachlan, Parke, 1967;

Birkbeck et al., 1974;

Melkonian, Robenek, 1979, 1984;

Foster, Smyth, 1980;

Hertz et al., 1981].

3. Тип Pyramimonas Schmarda. Тилакоиды между слоями пигментированных глобул отсутствуют (см. рис. 6.6, 5), Промежутки между пигментированными слоями электроннопрозрачные, однако содержат волокнистое вещество, связанное с тыльной поверхностью глобулярных слоев.

Рис. 6.6.Схема возможных комбинаций слоев пигментированных глобул и тилакоидных мембра в стигмах зеленых водорослей, функционирующих по принципу четвертьволновой пластины;

1 - тип Chlamydomonas Ehrenb., тилакоиды подстилают слои пигментированных глобул тыльной (внутренней) стороны;

2 - тип, до сих по не обнаруженный, тилакоиды прилегают к наружной поверхности слоев, пигментированных глобул;

3 - тип Tetraselmis Stein, мешковидно раздутые тилакоиды контактируют одновременно с двумя слоями пигментированных глобул;

4 структура, ошибочно приписываемая некоторым видам Carteria Dies. и Chlamydomonas, слои пигментированных глобул находятся внутри тилакоидов;

5 - тип Pyramimonas Schmarda, тилакоиды между слоями пигментированных глобул отсутствуют [Foster, Smyth, 1980].

Этот тип строения наблюдается только у видов одного рода окрашенных жгутиконосцев, если не считать бесцветных представителей Polytoma Ehrenb. и Polytomella Aragao, стигмы которых расположены в лейкопластах, вообще лишенных тилакоидов. В двухслойных глазках Pyramimonas orientalis Butcher [Moestrup, Thomsen, 1974] тыльная сторона второго слоя глобул связана с тилакоидами или с противоположной стороной хлоропластной оболочки, поскольку они расположены в очень тонких передних долях хлоропласта. В многослойных глазках P. parkeae Norris et Pearson [Norris, Pearson, 1975] даже самый внутренний глобулярный слой не контактирует с тилакоидами. Однако, различные глобулярные слои связаны друг с другом непрерывными переходами на их краях. Благодаря этому образуется жесткая конструкция с постоянными промежутками между отдельными слоями при отсутствии каких-либо посторонних опорных структур (например, в виде тилакоидов) между слоями [см. обзор: Melkonian, Robenek, 1984].

В литературе обсуждается еще один тип структуры стигмы, в которой глобулярные слои якобы находятся внутри тилакоидов (см. рис. 6.6, 4). Однако, этот вариант, повидимому, возник в результате ошибочной (по мнению [Foster, Smyth, 1980]) интерпретации опубликованных микрофотографий глазков Carteria turfosa Fott [Joyon, Fott, 1964], C. crucifera Korsch. [Lembi, Lang, 1965] и необычной морской - 85 хламидомонады - Chlamydomonas reginae Ettl et Green [Ettl, Green, 1973]. В действительности глазки этих видов по своей структуре принадлежат к типу Tetraselmis Stein [Melkonian, Robenek, 1984].

У многих зеленых водорослей стигма содержит только один слой пигментированных глобул, расположенный у самой поверхности хлоропласта, который в этом месте тесно соприкасается с плазмалеммой. Однослойные стигмы такого типа наблюдаются у Mantoniella squamata (Manton et Parke) Desikach., Monomastix Scherff., Nephroselmis Stein, ряда видов Chlamydomonas, в подвижных репродуктивных клетках многих представителей Chlorococcales, Chlorosarcinales, Bryopsidales, Ulvales, Ulotrichales, Chaetophorales [см. обзоры: Foster, Smyth, 1980;

Melkonian, Robenek, 1984]. В однослойных стигмах пигментированные глобулы подстилаются либо ламеллами хлоропласта (см. рис. 6.2, 3), либо бестилакоидным гранулярным веществом (рис. 6.7).

Рис. 6.7. Однослойная стигма Chlamydomonas stigmatica, подстилаемая бестилакоидным гранулярным матриксом, масштаб 0,5 мкм [Deason, Floyd, 1987].

Cчитают, что несмотря на различия в морфологии и тонкой структуре стигм зеленых водорослей, все они функционируют по принципу простого или четвертьволнового интерференционного рефлектора [см. обзоры: Foster, Smyth, I980;

Melkonian, Robenek, 1984].

Между наружной мембраной хлоропластной оболочки и тесно связанной с ней в районе стигмы плазмалеммой постоянно сохраняется промежуток, толщина которого у разных видов (измерено около видов [Melkonian, Robenek, 1984]) колеблется в пределах 10-53 нм, среднее значение – 24,5 нм. У одноклеточных из родов Pedinomonas Korsch., Mesostigma Lauterborn, Nephroselmis это расстояние шире (30 40-53 нм), в подвижных репродуктивных клетках многоклеточных из порядков Microthamniales, Ulotrichales и Ulvales оно значительно уже (10-17 нм). В этом промежутке отсутствуют рибосомы и другие органеллы, обычно также микротрубочки. Если микротрубочки присутствуют, они принадлежат жгутиковой корешковой системе. Лишь у видов Hafniomonas Ettl et Moestrup и Pyramimonas Sсhmarda в этой зоне могут наблюдаться вторичные цитоскелетные микротрубочки. В промежутке между наружной мембраной хлоропластной оболочки и плазмалеммой в районе стигмы иногда наблюдается скопление фибриллярного материала, причем отдельные фибриллы могут образовывать поперечные связки между этими двумя мембранами. У ряда водорослей (Microthamniales, некоторые Ulotrichales и Ulvales) узкое пространство между этими мембранами в области стигмы заполнено веществом с высокой электронной плотностью.

Иногда плазмалемма, покрывающая стигму, слегка утолщена [см. обзор: Melkonian, Robenek, 1984].

Стигма зеленых водорослей всегда расположена у поверхности клетки. Она может находиться в плоскости биения жгутиков или может быть смещена в ту или иную сторону под разным углом от этой плоскости (если рассматривать клетку спереди). Стигма может быть передней, медиальной или задней. Она может занимать разное положение по отношению к месту прикрепления жгутиков. Различают следующие типы размещения стигмы в клетках зеленых водорослей [Melkonian, Robenek, 1984].

Тип I. Стигма расположена напротив места прикрепления жгутиков и не связана с микротрубочковыми жгутиковыми корешками (рис. 6.8, 1, 2). Этот тип наблюдается у некоторых Prasinophyceae (Mantoniella Desikach., Mamiella Moestrup) с латеральным положением одного или двух - 86 жгутиков, работающих волнообразно (Mantoniella, Mamiella) или Mesostigmatophyceae, где жгутик работает по типу гребного удара (Mesostigma). Фоторецепторный аппарат направлен перпендикулярно к направлению движения клетки, функционируя в качестве пространственной антенны.

Тип 2. Стигма расположена напротив места прикрепления жгутика, между двумя микротрубочковыми жгутиковыми корешками (рис. 6.8, 3), Этот тип наблюдается только у видов Pedinophyceae. Единственный, направленный назад и работающий волнообразно жгутик прикреплен латерально на узкой стороне уплощенной клетки, а на противоположной узкой стороне клетки находится фоторецепторный аппарат, расположенный перпендикулярно к направлению движения клетки. У Pedinomonas minor Korsch. стигма находится посредине между двумя жгутиковыми корешками с двумя и тремя микротрубочками с некоторым смещением в сторону трехтрубочкового корешка [Ettl, Manton, 1964].

Тип 3. Стигма находится сбоку от места прикрепления апикальных жгутиков и не связана с жгутиковыми микротрубочковыми корешками (рис. 6.8, 4-6). Этот тип наблюдается у Chlorodendrophyceae и Prasinophyceae с четырехжгутиковыми клетками (Tetraselmis и Pyramimonas). У видов Tetraselmis четыре жгутика сгруппированы парами и работают по типу гребного удара практически в одной плоскости, у видов Pyramimonas они также работают по типу гребного удара, но раздельно в двух взаимно перпендикулярных плоскостях. У изученных видов обоих родов стигма может находиться в плоскости биения жгутиков или может быть смещена в ту или иную сторону под разными углами к этой плоскости. Она может быть передней, медиальной или задней. Стигма не связана с микротрубочковыми корешками, но у видов Tetraselmis находится вблизи от дистального конца волокнистого жгутикового корешка (ризопласта, системы II волокон). Во всех случаях фоторецепторный аппарат расположен латерально, перпендикулярно по отношению к направлению движения клетки. У некоторых видов Pyramimonas (P. tetra-rhynchus Schmarda, P. orientalis Butcher) наблюдаются по два глазка, расположенных в соседних долях хлоропласта и, повидимому, функционирующих в качестве единой фоторецепторной системы.

Тип 4. Стигма расположена сбоку от места прикрепления латеральных жгутиков и связана с уникальным микротрубочковым жгутиковым корешком, гомологичным двухтрубочковому корешку системы X-2-X-2 (рис. 6.9, 1).

Этот тип свойственен роду Nephroselmis (Prasinophyceae). У всех изученных видов этого рода стигма расположена в передней части клетки, под более коротким из двух гетероконтных и гетеродинамичных жгутиков. Во время движения клетки этот жгутик направлен вперед, слегка согнут и неподвижен, а второй более длинный, направлен назад и производит волнообразные движения. Стигма связана с необычным 10-12-трубочковым жгутиковым корешком, который в единственном числе отходит от одного из базальных тел (от другого базального тела, как обычно, отходят два микротрубочковых корешка), проделывая изогнутый путь и проходя между плазмалеммой и хлоропластом через фоторецепторный аппарат.

Тип 5. Стигма расположена сбоку от места прикрепления апикальных жгутиков и связана с микротрубочковым корешком Х-типа ("левый" корешок по терминологии М. Мелкониана [Melkonian, 1984]) крестообразной корешковой системы Х-2-Х-2 (рис. 6.9, 2, 3). Этот тип наблюдается у многих зеленых водорослей из классов Chlorophyceae sensu Mattox et Stewart, Ulvophyceae Stewart et Mattox, а также из порядка Microthamniales sensu Melkonian. Жгутики этих водорослей работают по типу гребного удара, а стигма обычно - 87 Рис. 6.8. Расположение стигмы (черное пятно) и направление движения клетки (стрелка) у разных видов, зеленых жгутиковых водорослей: 1 – Mamiella gilva (слева - клетка в продольном разрезе, справа - вид сбоку, со стороны, несущей жгутики);

2 – Mesostigma viride (слева - вид клетки со стороны, несущей жгутики, положение стигмы на противоположной стороне клетки обозначено пунктиром;

справа - клетка в продольном разрезе);

3 – Pedinomonas minor (слева - клетка в продольном разрезе, справа - со стороны несущей единственный жгутик, рядом с которым находится второе базальное тело;

положение стигмы на противоположной стороне клетки обозначено пунктиром);

– Tetraselmis cordiformis (слева - вид клетки с широкой стороны, на которой расположена стигма, справа поперечный разрез через клетку в районе жгутиковой ямки;

точками обозначено положение жгутиков, пунктиром стигму);

5 – Pyramimonas tetrarhynchus (слева - вид клетки с боковой cтороны, на которой находятся две стигмы, справа поперечный разрез через клетку в районе стигм, расположенных в двух соседних долях хлоропласта;

точками обозначено положение четырех жгутиков в районе жгутиковой ямки и у наружных боковых поверхностей клетки);

– Pyramimonas grossii (слева - вид клетки сбоку, справа - в поперечном разрезе через переднюю часть в районе стигмы и жгутиковой ямки [Melkonian, Robenek, 1984].

- 88 Рис. 6.9. Схема взаимосвязанного расположения стигмы и двигательного аппарата в клетках разных видов зеленых водорослей: 1 – Nephroselmis olivacea (Prasinophyceae), слева - клетка с широкой стороны, справа - с узкой, стигма (черное пятно) находится под более коротким жгутиком;

2 – поперечный разрез через клетку двужгутиковой зеленой водоросли типа Chlamydomonas (Chlorophyceae), стигма расположена между микротрубочками левого корешка типа Х, отходящего от базального тела № 1 (терминология Melkonian, 1984);

3 – поперечный разрез через репродуктивнную клетку Ulvophyceae (включая Microthamniales);

стигма находится у одного края левого микротрубочкового корешка типа Х, отходящего от базального тела № 1;

4 – поперечный разрез через женскую гамету бриопсидальной водоросли (Bryopsis, Caulerpa);

стигма находится между левым и правым микротрубочковыми корешками, отходящими от базального тела № 1;

темная прямая стрелка указывает направление поступательного движения клетки;

темные изогнутые стрелки – направление вращательного движения клетки;

светлые стрелки – плоскость биения жгутиков [Melkonian, Robenek, 1984].

смещена от плоскости биения жгутиков на 20-45 по часовой стрелке. В области стигмы микротрубочки Х корешка прикрепляются к наружной мембране хлоропластной оболочки, располагаясь следующим образом по отношению к стигме. У двужгутиковых зеленых водорослей типа Chlamydomonas микротрубочковый корешок в области стигмы разделяется на две части: с одной стороны стигмы проходит одна микротрубочка, с другой – три или четыре (см. рис. 6.9, 2). У четырехжгутковых Chlorophyceae, Ulvophyceae и двужгутиковых Microthamniales все микротрубочки Х-корешка проходят монолитной группой вдоль одного края стигмы (см. рис. 6.9, 3). В тех случаях, когда стигма очень велика (как, например, в женских гаметах некоторых Bryopsidales), она может располагаться между двумя микротрубочковыми корешками, правым и левым, отходящими от одного и того же базального тела (см. рис. 6.9, 4). Характер пространственной взаимосвязи стигмы с жгутиковыми корешками не зависит от того, где расположена стигма, спереди, посредине клетки или сзади, так как корешки проходят вдоль всей длины клетки. Расположение стигмы вдоль продольной оси клетки может варьировать даже в пределах одной популяции (например, в зооспорах Microthamnion kuetzingianum Ng. [Watson, 1975]). Все же у большинства представителей Chlorophyceae стигма обычно передняя или медиальная, у Ulvophyceae – медиальная или задняя. Во всех случаях фоторецепторный аппарат расположен перпендикулярно к направлению движения клетки.

Фоторецепторный аппарат зеленых водорослей в ходе деления их клеток может передаваться дочерним клеткам тремя способами. Он может делиться надвое бороздой деления. Этот способ наблюдается - 89 у всех тех празинофициевых водорослей, у которых стигма не связана с микротрубочковыми жгутиковыми корешками (типы 1-3);

она всегда располагается в плоскости деления клетки [Barlow, Cattolico, 1980;

Melkonian, Robenek, 1984]. Если стигма связана с микротрубочковым жгутиковым корешком (типы 4, 5), то во время деления она либо остается в одной из дочерних клеток, а в другой формируется de novo (Nephroselmis, Chlamydomonas и др.), либо стигма материнской клетки перед ее делением исчезает, а дочерние клетки образуют новые стигмы (неподвижные зеленые водоросли, формирующие подвижные репродуктивные клетки, всегда образуют стигмы de novo;

как это происходит, неизвестно). Предполагают, что в образовании стигмы de novo принимают участие пиреноглобулы, мигрирующие к поверхности хлоропласта [Melkonian, 1981;

Melkonian, Robenek 1984]. Считают, что жгутиковые корешки определяют место формирования новых стигм и стимулируют начало этого процесса [Melkonian, Robenek, 1984].

Сложность и разнообразие строения и локализации фоторецепторных систем зеленых водорослей обусловливают возможность использования этих данных в систематике и филогенетике. Наиболее полезны для этих целей следующие признаки: форма и место локализации стигмы в клетке, количество и размер глобул, характер их расположения в слоях, количество слоев, специализация фоторецепторных мембран, способ наследования фоторецепторных систем дочерними клетками [Melkonian, Robenek, 1984]. Наиболее разнообразны фоторецепторные системы в пределах класса Prasinophyceae, что коррелирует с их разнообразием по другим ультраструктурным признакам (строение локомоторного аппарата, механизмы митоза и цитокинеза) и свидетельствует в пользу гетерогенности этого таксона. Даже в пределах одного рода Pyramimonas наблюдаются 4 разных типа строения фоторецепторных систем, согласующиеся с разными типами чешуек на поверхности клеток и типами чешуйчатых резервуаров, с особенностями строения жгутиковой корешковой системы, с наличием или отсутствием эджективных органелл. Такая корреляция, несомненно, свидетельствует о высоком филогенетическом весе указанных признаков.

Совершенно обособленное положение в системе зеленых водорослей по целому комплексу морфологических и ультраструктурных признаков (включая особенности строения, локализации и способа наследования фоторецепторной системы) занимают Pedinophyceae. Своеобразный тип фоторецепторной системы наблюдается у представителей Microthamniales [Melkonian, Robenek, 1984]. Разные типы фоторецепторных систем обнаружены у близких родов Carteria и Chlamydomonas. Различия в строении стигм отмечены также у видов одного рода (Chlamydomonas reinhardtii, Ch. moewusii Gerloff), отличающихся одновременно по структуре клеточной оболочки, жгутикового аппарата и поведению при спаривании [см.

обзор: Melkonian, Robenek, 1984]. Все эти данные следует учитывать при обсуждении путей эволюции и принципов классификации зеленых водорослей. К сожалению, функциональное значение выявленных структурных типов фоторецепторных систем зеленых водорослей до настоящего времени не раскрыто, так как сведения о фотоповедении зеленых водорослей касаются лишь немногих модельных объектов. В частности, особый интерес в этом плане представляют мелкие асимметричные зеленые жгутиконосцы, рассматриваемые в качестве исходных в эволюции зеленых водорослей [Mattox, Stewart, 1984;

Melkonian, 1984].

Несмотря на скудность имеющихся данных, сделана первая попытка рассмотреть вероятную историю развития фоторецепторных систем и фотоповедения зеленых водорослей в процессе их эволюции, имеющая в значительной степени спекулятивный характер [Melkonian, Robenek, 1984]. Считают, что фоторецепторные пигменты (типа родопсина или бактериородопсина [Foster, Smyth, 1980;

Foster et al., 1984]), беспорядочно рассеянные в плазмалемме, были свойственны предкам зеленых водорослей еще до эндосимбиотического приобретения ими пластид (бактериородопсин, рассеянный в цитоплазматической мембране, имеется уже у прокариотической Halobacteria, принадлежащей к группе Archaebacteria, которую ныне считают связанной с предшественниками эукариот [Fox et al., 1980;

George et al., 1983;

Schnabel et al., 1983]). Такие бесцветные жгутиконосцы с одним или двумя задними жгутиками, производящими волнообразные движения и содержащие рассеянные в плазмалемме фоторецепторные пигменты, способны были к осуществлению простейших фотофобических реакций [Melkonian, 1983, 1984]. В дальнейшем произошла концентрация фоторецепторных пигментов, что привело к усилению светового сигнала, и локализация их на стороне, противоположной месту прикрепления жгутиков. Стигма, содержащая - 90 каротиноидные пигменты с абсорбционными свойствами, подобными таковым родопсина, а также способность к фототопотаксису возникли после эндосимбиотического включения хлоропластов.

Фоторецепторная система, обеспечивающая расположение фотосинтетической органеллы в оптимальных световых условиях, по-видимому, возникла очень рано в эволюции зеленых водорослей. Первоначально она включала один слой пигментированных глобул, затеняющих фоторецептор и увеличивающих разницу в степени его освещенности в различные моменты времени при разных положениях организма относительно источника света. Этот слой, по-видимому, образовался из присутствующих в хлоропласте липидных глобул (пластоглобул) и на первых порах не имел фиксированного положения. Затем размер глобул и расстояние между ними и фоторецептором стали строго фиксированными - возникла фоторецепторная система.

Перемещение жгутиков в апикальное положение, изменение характера их движения (от волнообразного к движению по типу гребного удара) вызвало перемещение фоторецепторной системы вдоль плоскости деления клетки в боковое по отношению к месту прикрепления жгутиков и перпендикулярное по отношению к направлению движения клетки. Дальнейшим событием в эволюции фоторецепторной системы зеленых водорослей было возникновение связи с микротрубочковой корешковой системой, обеспечивающей ее фиксированное положение по отношению к плоскости биения жгутиков, а затем возникновение многослойных стигм. Последние события, по-видимому, были неоднократными в эволюции зеленых водорослей. Возможна также вторичная утрата фоторецепторных систем подвижными репродуктивными клетками многих зеленых водорослей (в том числе представителями целого класса Charophyceae sensu Stewart at Mattox), особенно в связи с переходом к наземному образу жизни или развитием оогамии [Melkonian, Robenek, 1984].

В изложенном гипотетическом ходе эволюции фоторецепторных систем зеленых водорослей многие положения основаны на догадках, нуждаясь в проверке и подтверждении. Нельзя отрицать возможность неоднократного возникновения фоторецепторных систем зеленых водорослей в различных эволюционных ветвях монофилетического царства зеленых растений Viridiplantae. В пользу последней возможности свидетельствуют факты нахождения фоторецепторных систем такого же типа, как у зеленых водорослей, в пределах других отделов эукариотических водорослей (например, Dinophyta). Судя по различиям в тонкой структуре хлоропластов и составе фотосинтетических пигментов, независимое возникновение таких фоторецепторных систем в этих отделах вполне вероятно. Научная ценность подобных спекуляций заключается в том, что они позволяют сознательно подойти к выбору модельных объектов, к обоснованию программы дальнейших исследований, которые в будущем приведут к уточнению или изменению исходных позиций.

6.3. СТРУКТУРА ФОТОРЕЦЕПТОРНОЙ СИСТЕМЫ DUNALIELLA 6.3.1. Стигма у изученных видов Dunaliella Как и большинство других зеленых фитомонад, виды Dunaliella (исключая D. paupera Pascher) обладают фоторецепторной системой, состоящей из стигмы и фоторецептора, местоположение которого не установлено. Несмотря на различия в морфологии и тонкой структуре стигм зеленых водорослей, предполагают, что все они функционируют по принципу простого или четвертьволнового интерференционного рефлектора (см. обзоры [Foster, Smyth, I980;

Melkonian, Robenek, 1984]). У изученных видов Dunaliella стигма одно- или двухслойная с размером пигментированных глобул 100-200 нм.

Количество глобул может возрастать в онтогенезе. Стигма расположена в субапикальной, субплазмалеммной, свободной от тилакоидов части стромы хлоропласта, но иногда некоторые глобулы располагаются между ламеллами [Eyden, 1975;

Hoshaw, Maluf, 1981]. Таким образом, по своему местоположению и тонкой структуре стигма Dunaliella не отличается от стигм других зеленых водорослей.

- 91 6.3.2. Выяснение структуры фоторецептора Dunaliella Одной из основных задач, подлежащих решению в процессе исследования фотодвижения водорослей, является выяснение структуры фоторецептора исследуемой водоросли. Молекулы фоторецептора содержат разноименно заряженные частицы и могут обладать дипольным моментом. Если все молекулы фоторецептора ориентированы одинаково относительно продольной оси клетки, можно говорить о дихроизме фоторецепторной системы. Является ли фоторецептор Dunaliella дихроичным, можно решить, исследуя фотодвижение клеток водоросли в поляризованном свете, который воздействует на образец через конденсор микроскопа и поляризатор. При этом анализируется наличие доминирующих направлений в гистограммах углового распределения клеток и их зависимость от поворота плоскости поляризации света.

Результаты применения поляризованного света при исследовании фототопотаксиса можно интерпретировать следующим образом. Если фоторецепторная система дихроична, то имеет место поглощение света только в том случае, если дипольный момент фоторецепторных молекул параллелен плоскости колебаний электрического вектора стимулирующего света;

при перпендикулярной ориентации дипольного момента поглощение отсутствует (рис. 6.10). Максимальное поглощение света имеет место при движении клетки параллельно направлению распространения света [Creutz, Diehn,1976]. Подобный дихроизм был обнаружен у эвгленофитовой водоросли Euglena gracilis [Hder, 1987b].

Рис. 6.10. Схема взаимной ориентации дипольных моментов фоторецепторных молекул в пределах фоторецептора Ф (вертикальные стрелки) относительно r направления n стимулирующего света, в rслучае: r – а Ех и Е у – неполяризованного света (векторы перпендикулярны дипольным r моментам);

б – Е неполяризованного света (вектор r х – перпендикулярный дипольным моментам, а вектор Е z – параллелен им);

в – r поляризованного света (вектор Е у перпендикулярный дипольным моментам);

г – поляризованного света (вектор r Е z параллельный этим моментам). а и в: поглощение отсутствует (А = 0);

б: поглощается одна компонента из двух (А = 0,5);

г: поглощается единственная компонента (А = 1).

Анализ углового распределения клеток Dunaliella, двигающихся в поляризованном свете, электрический вектор которого параллелен плоскости, в которой движутся клетки, показал, что это распределение клеток носит случайный характер;

доминирующих направлений движущихся клеток, изменяющихся при повороте плоскости поляризации стимулирующего света, замечено не было [Посудин, 1992].

Ранее, в разделе 4.3.1, сообщалось, что нами не были обнаружены статистически достоверные изменения скорости поступательного движения обоих видов при воздействии на них поляризованного света по сравнению с белым неполяризованным светом той же интенсивности (см. рис. 4.3). То же можно сказать об относительном числе Nm/N0 подвижных клеток - оно не зависит от плоскости поляризации света.

- 92 Отсутствие доминирующих направлений в гистограммах углового распределения клеток Dunaliella в поляризованном свете, зависимости этих гистограмм, скорости поступательного движения клеток и относительного числа подвижных клеток от поворота плоскости поляризации свидетельствует о недихроичной природе фоторецепторной системы водоросли;

вполне очевидным является действие иной фоторецепторной системы, отличающейся по своей структуре от таковой Euglena gracilis.

6.3.3. Использование техники облучения суспензии клеток водоросли двумя потоками света Одним из методических приемов исследования структуры фоторецептора является облучение водорослей двумя взаимно перпендикулярными световыми потоками. С этой целью использовали два источника света, действующих на образец во взаимно перпендикулярных направлениях под углом 300 к поверхности предметного стекла. В зависимости от структуры фоторецепторной системы и механизмов фотоориентации клетки исследуемых водорослей могут двигаться в поле двух световых потоков или по направлениям каждого потока, или по результирующему направлению.

Результаты воздействия двух источников света, освещающих образец во взаимно перпендикулярных направлениях (Е1 = Е2 = 500 лк), с использованием Фурье-преобразования свидетельствуют о сосредоточении большинства пиков распределения в секторе 90-1800 (рис. 6.11, а).

Максимальной (на фоне остальных) амплитудой характеризуется первая гармоника (рис. 6.11, б) с фазой, соответствующей направлению 1350. Этот факт, также как и результаты обратного Фурье-преобразования, свидетельствуют о движении клеток одним потоком по результирующей направлений распространения света обоих источников в процессе положительного фототопотаксиса (рис. 6.11, в, г).

Увеличение освещенности образца до Е1=10000 лк и Е2=60000 лк приводит к возникновению ярко выраженных пиков распределения в области 0-450 (свет направлен от 1800 к 00 и от 2700 к 900;

рис. 6.12, а).

Об этом свидетельствуют и результаты Фурье-разложения: первые четыре гармоники, выделяющиеся своими амплитудами (рис. 6.12, б), характеризуются фазами, соответствующими направлениям 0-450 ( рис.

6.12, в, г). В данной ситуации клетки Dunaliella проявляют ярко выраженный отрицательный фототопотаксис (рис. 6.12, в), двигаясь единым потоком по результирующей направлений распространения света обоих источников. Сопоставление полученных нами данных с результатами исследований фототопотаксиса другой водоросли – Euglena gracilis [Lebert, 1985;

Hder, 1986b;

Lebert, Hder, 2000] свидетельствует о различиях в фотодвижении Dunaliella salina и Euglena gracilis. Под действием двух источников света клетки Dunaliella salina движутся единым потоком по результирующей направлений распространения света обоих источников, тогда как клеткам Euglena gracilis присуще движение двумя потоками по обоим направлениям.

При высоких значениях освещенности образца клетки обоих видов Dunaliella salina и Euglena gracilis проявляют отрицательный фототопотаксис, двигаясь единым потоком по результирующей двух направлений.

Обнаруженные нами отличия свидетельствуют о различных механизмах фоторецепции света умеренной интенсивности у этих видов. Dunaliella salina присущ, скорее всего, типичный для зеленых фитомонад механизм периодического усиления или ослабления светового сигнала с помощью стигмы. Ее фоторецепторная система расположена перпендикулярно поверхности клетки, направлению ее движения и имеет недихроичную природу.

- 93 Рис. 6.11.Результаты Фурье-анализа углового распределения клеток D. salina при освещении образдвумя источниками света умеренной интенсивности (Е1= Е2= 500 лк). Здесь и на рис. 6.12 направления световых потоков обозначены стрелками;

а – реальные гистограммы углового распределения клеток;

б – амплитуды гармоник (А);

в – гистограммы обратного Фурье-преобразования для семи (N = 7) основных гармоник;

г – фазы гармоник ( j );

n – номер сектора в угловом распределении [Посудини др., 1991].

Рис. 6.12. Результаты Фурье анализа углового распределения клеток D. salina при освещении образца двумисточниками света высокой интенсивности (Е1= лк, Е2= 60000 лк) [Посудин и др., 1991].

- 94 ЗАКЛЮЧЕНИЕ Фоторецепторная система видов Dunaliella, как и других зеленых водорослей, состоит из фоторецептора, предположительно расположенного в плазмалемме и в мембранах хлоропластной оболочки (в области, прилегающей к стигме) и стигмы, состоящей у разных видов из одного-двух слоев липидных глобул, расположенных в периферической зоне пластиды. Впервые показано, что в отличие от некоторых других водорослей (Euglena gracilis) виды Dunaliella не имеют дихроичной структуры фоторецептора.

Как было показано в предыдущей 5 главе, результаты использования ионизирующего и ультрафиолетового излучений свидетельствуют о различиях механизмов, управляющих скоростью поступательного движения и фототопотаксисом клеток Dunaliella, и возможном существовании двух различных фоторецепторов, ответственных за разные параметры фотодвижения.

- 95 ГЛАВА ИДЕНТИФИКАЦИЯ ФОТОРЕЦЕПТОРНЫХ ПИГМЕНТОВ 7.1. ХАРАКТЕРИСТИКА ФОТОРЕЦЕПТОРНЫХ ПИГМЕНТОВ Типичными пигментами, которые могут участвовать в фоторецепции и фотодвижении эукариотических водорослей, являются родопсин, флавины, птерины и каротиноиды [Lenci, 1975, 1995;

Haupt, Hder, 1994;

Kreimer, 1994;

Lebert, 2001].

Родопсин представляет собой комплекс белка (опсина), липида и хромофора (ретиналя). Спектр поглощения родопсина характеризуется максимумами при 231 и 278 нм (опсин), при 350 и 500 нм (ретиналь). Родопсин флуоресцирует в видимой области с максимумом при 580 нм (в дигитониновом растворе) с квантовым выходом 510-3 [Конев, Волотовский, 1979].

Флавины являются изоаллоксиновыми производыми. Известны три биохимически важных формы флавинов – рибофлавин (РФ), флавин мононуклеотид (ФМН) и флавинаденин динуклеотид (ФАД). Спектр поглощения окисленных неионизованных флавинов в водных растворах характеризуется четырьмя полосами – при 220 нм, 265, 375 и 445. Максимум излучения флуоресценции находится при 520 нм для всех флавинов;

квантовый выход флуоресценции составляет 0,29 (РФ), 0,25 (ФМН) и 0,038 (ФАД) [Lenci, 1975].

Птерины представляют собою амфотерные молекулы со слабыми кислотными и основными свойствами. В спектре поглощения птерина обычно присутствуют три (иногда два) максимума, один из которых расположен в видимой области спектра. На положение максимумов влияют заместители – 240, и 340 нм у лейкоптерина, 255 и 391 нм у ксантоптерина, 252 и 385 у хризоптерина, 240, 310 и 475 нм – у еритроптерина [Бриттон, 1986].

Каротиноиды как растительные пигменты представляют собой тетратерпены, образованные восьмью изопреновыми единицами. Спектральные свойства каротиноидов характеризуются широкой полосой поглощения в области 350-500 нм с тремя максимумами при 425 нм, 450 и 475 нм. Квантовый выход флуоресценции каротиноидов очень мал – менее 10-5 [Нобел, 1973].

Природу фоторецепторных пигментов водорослей можно определить с помощью таких методических приемов как выделение пигментов, микроспектрофотометрия и микрофлуориметрия пигментов, определение спектра действия фотобиологической реакции, изучение влияния специфических химпрепаратов и заместителей. Рассмотрим, как эти приемы позволяют приблизиться к пониманию природы фоторецепторных пигментов наиболее изученных с точки зрения фотодвижения объектов – эвгленофитовой водоросли Euglena gracilis и зеленых водорослей Сhlamydomonas reinhardtii и Haematococcus pluvialis.

7.2. ИДЕНТИФИКАЦИЯ ФОТОРЕЦЕПТОРНЫХ ПИГМЕНТОВ EUGLENA GRACILIS 7.2.1. Дискуссия относительно фоторецепторных пигментов Euglena gracilis Относительно фоторецепторных пигментов эвгленофитовой водоросли Euglena gracilis в научной литературе разгорелась дискуссия. Одни авторы [Lenci, 1975;

Colombetti, Lenci, 1980;

Photomovement, 2001] считают, что возможными кандидатами на роль фоторецепторных пигментов у этого вида являются флавины и птерины. Другие [Gualtieri et al., 1992] отдают предпочтение родопсину. Опсиноподобные гены идентифицированы у широкого круга позвоночных и беспозвоночных, в том числе одноклеточных организмов [Martin et al., 1986]. Несмотря на все разнообразие фоторецепторных систем, все они оснащены - 96 сходными зрительными преобразователями, функции которых выполняют родопсиноподобные белки, состоящие из 7 трансмембранных a-спиральных рецепторов, соединенных с ретиналем как хромофором.

Специфическими характеристиками ретиналь-опсиновых комплексов являются: интенсивное поглощение света в области 380-640 нм, способность ретиналя подвергаться изомеризации под влиянием света, структурные изменения (движения a-спирали), вызванные изомеризацией ретиналя.

Целесообразно рассмотреть соображения, которые выдвигают обе дискутирующие стороны в пользу тех или иных фоторецепторных пигментов E. gracilis на основе использования разнообразных методических приемов.

7.2.2. Выделение пигментов Процедура сводится к изолированию клеточных структур, содержащих (или могущих содержать) фоторецепторные пигменты. Впервые процедура изолирования паражгутикового тела (ПЖТ) E. gracilis была реализована авторами работы [Rosenbaum, Child, 1967]. Некоторым авторам [Gualtieri et al., 1986, 1988;

Gualtieri, 2001] удалось извлечь паражгутиковое тело и отделить жгутиковый аппарат E. gracilis с помощью высококонцентрированного раствора CaCl2. Сопоставление спектров поглощения ПЖТ и родопсина с максимумом при 500 нм позволило предположить наличие в ПЖТ белка родопсиновой природы.

Извлечение ретиналя из интактных и лишенных мембран клеток дает, по мнению авторов, дополнительное подтверждение родопсиновой природы фоторецептора [Gualtieri et al., 1992].

7.2.3. Микроспектрофотометрия и микрофлуориметрия пигментов Суть микроспектрофотометрии пигментов заключается в пропускании сфокусированного луча света с изменяющейся длиной волны через исследуемую органеллу. Использование метода флуоресцентной микроспектрофлуориметрии для исследования in vivo ПЖТ E. gracilis [Benedetti, Checcucci, 1975;

Benedetti, Lenci, 1977;

Ghetti et al., 1985] позволило прийти к выводу о присутствии флавинов в этой органелле. В пользу флавинов свидетельствуют результаты микроспектрофлуориметрии in vivo паражгутикового тела (ПЖТ) E. gracilis: спектр возбуждения флуоресценции ПЖТ по форме напоминает спектр поглощения флавинов [Colombetti et al., 1980;

Коломбетти и др., 1981]. В работе [Galland et al., 1990] было подтверждено присутствие флавинов и птеринов в этой органелле. Препараты, приготовленные из жгутиков E. gracilis и содержащие ПЖТ водоросли, демонстрируют флуоресценцию с максимумом при 520 нм, характерным для флавинов, и с максимумом при 450 нм, свойственным птеринам (спектры излучения флуоресценции стандартных птеринов, изготовленных методом тонкослойной хроматографии, имели подобную форму).

Результаты измерения флуоресценции изолированного ПЖТ E. gracilis, возбужденной на разных длинах волн, также показали присутствие более чем одного (флавины и птерины) фоторецепторного пигмента в ПЖТ водоросли [Sineshchekov et al., 1994].

Использование флуоресцентной спектроскопии показало наличие переноса энергии между птеринами (пигментами, поглощающими в ультрафиолетовой области спектра) и флавинами [Sineshchekov et al., 1994]. Помимо флуоресценции в области 440-520 нм, авторы наблюдали длинноволновую флуоресценцию при 580 нм (длина волны возбуждения 520 нм) и при 620 нм (длина волны возбуждения нм). Природа длинноволновой флуоресценции не выяснена;

по мнению авторов, возможно присутствие третьего фоторецепторного пигмента (причем, участие родопсина исключается в силу незначительного квантового выхода флуоресценции, известного для всех родопсинов [Sineshchekov, Litvin, 1987]).

Против предположения о родопсиновой природе фоторецептора E. gracilis свидетельствуют результаты сравнения временной кинетики флуоресценции родопсина, регистрируемой на длине волны нм при возбуждении ультрафиолетовым (365 нм) излучением, которая характеризуется фотоциклом длительностью около 18 с [Barsanti et al., 1997] с реально наблюдаемой периодичностью кинетики флуоресценции с частотою 1-2 Гц, которая может быть вызвана вращением клеток [Ascoli et al., 1978].

- 97 Флавины найдены не только в ПЖТ, но и в стигме E. gracilis [Sperling et al., 1973]. Однако, против участия стигмы в фоторецепции свидетельствует отсутствие зависимости поглощения стигмы от плоскости поляризации стимулирующего света [Benedetti et al., 1977], тогда как фототопотаксис водоросли чувствителен к изменению плоскости поляризации [Bound, Tollin, 1967]. Все упомянутые выше экспериментальные и методические приемы, использованные сторонниками флавинптериновой гипотезы, позволяют прийти к выводу, что: 1) ПЖТ E. gracilis - местоположение фоторецептора водоросли;

2) стигма не является фоторецептором;

3) первичными хромофорами, обеспечивающими фоторецепцию, являются флавины;

4) птерины играют роль «световой антенны» для флавинов.

В то же время, по мнению других авторов [Gualtieri et al., 1988], также использовавших технику микроспектрофотометрии паражгутикового тела E. gracilis, ответственным за фоторецепцию является родопсин. В пользу этого суждения послужило сходство спектра поглощения паражгутикового тела E.

gracilis со спектром поглощения родопсина с максимумом при 500 нм [Gualtieri et al., 1989;

James et al., 1992]. Интенсивность полосы поглощения ПЖТ зависела от относительной ориентации плоскости поляризации света и продольной оси клетки. Это дало основание исследователям [Gualtieri et al., 1989;

James et al., 1992] предположить, что фоторецепторным пигментом водоросли является родопсиновый белок, расположенный в квазикристаллической структуре ПЖТ. Ограничением этой техники является то, что другие клеточные органеллы, попадающие в область действия светового луча, могут внести свой вклад в поглощение. Кроме того, в видимой области спектра полосы поглощения практически всех пигментов перекрываются (рис. 7.1).

Рис.7.1.Спектры поглощения фоторецепторных пигментов: Ф– флавинов [Бриттон, 1986], Р - родопсина [Bensasson, 1980], K-каротиноидов [Bensasson, 1975], П – птеринов [Бриттон, 1986] Выделение ретиналя из интактных клеток и фоторецептора, изолированного из лишенных мембран клеток подтвердило правомочность гипотезы относительно родопсиновой природы фоторецептора E.

gracilis [Gualtieri et al., 1992]. Было установлено присутствие фотохромного пигмента в ПЖТ E. gracilis, демонстрирующего реверсию флуоресценции [Barsanti et al., 1997]. Таким образом, ПЖТ водоросли характеризуется оптической бистабильностью – первичной нефлуоресцирующей формой и вторичной флуоресцирующей формой, возникающей после возбуждения светом. Эти данные позволили авторам предположить, что именно ПЖТ является фоторецептором E. gracilis. Однако, с учетом того, что в составе фоторецептора или расположенных вблизи него органелл могут присутствовать другие флуорофоры, вполне понятна осторожность, с которой исследователи должны подходить к проблеме идентификации флуоресцирующих пигментов.

- 98 7.2.4. Определение спектра действия фотобиологических реакций Суть метода заключается в определении зависимости параметра, характеризующего фотодвижение (скорости, направления движения и т.д.), нормированного к интенсивности стимулирующего света или к числу падающих фотонов, от длины волны света. Спектр действия отрицательного фототопотаксиса E.

gracilis характеризуется двумя основными максимумами при 385 нм и 460 нм, а также небольшими максимумами при 410 нм и 490 нм [Hder, Reinecke, 1991];

по мнению авторов, такая форма спектра отражает абсорбционные свойства флавинсодержащих протеинов. В целом, эксперименты по измерению спектров действия фотодвижения E. gracilis [Wolken, 1960, 1977;

Bensasson, 1975;

Lenci, 1975;

Nultsch, Hder, 1979, 1988;

Colombetti, Lenci, 1980;

Galland et al., 1990] позволили установить присутствие более одного фоторецепторного пигмента у E. gracilis, среди которых следует отметить флавины, каротиноиды и птерины.

В принципе, спектральная чувствительность фотореакции отражает поглощающие свойства пигментов. Но на практике, анализ пигментов затрудняется возможным участием пигментов, присутствующих в затеняющих структурах (в первую очередь в стигме), а также наличием более чем одного пигмента в фоторецепторной структуре. Кроме того, спектры действия фотореакций характеризуются недостаточно высоким разрешением;

зачастую пигменты (как рецепторные, так и затеняющие фоторецептор) могут иметь совпадающие в видимой области спектра полосы поглощения, вследствие чего очень сложно разобраться, какому фоторецепторному пигменту соответствует спектр действия фотодвижения водоросли. Наконец, процедура выявления фоторецепторных пигментов предусматривает сопоставление спектров действия параметров фотодвижения со спектрами поглощения пигментов, которые in vivo претерпевают существенные изменения за счет окружения.

7.2.5. Биохимические методы Биохимический анализ изолированого ПЖТ E. gracilis подтвердил наличие четырех типов белков, три из которых содержат птерины и один – флавины [Brodhun, Hder, 1990, 1995]. Эти же авторы показали, что ультрафиолетовое излучение (где флавины и птерины демонстрируют интенсивное поглощение) ингибирует фототопотаксис E. gracilis. По мнению авторов, это можно пояснить высоким уровнем поглощения флавинов и птеринов в коротковолновой ультрафиолетовой области спектра. Биохимический анализ подтвердил, что белки ПЖТ разрушаются ультафиолетовым излучением. Именно белки ПЖТ играют важную роль в рецепции светового стимула, ответственного за фототопотаксис.


7.2.6. Изучение влияния специфических химпрепаратов Дополнительное подтверждение флавиновой природы фоторецепторных пигментов было получено в результате использования специфических препаратов, воздействующих на возбужденные состояния флавинов – например, иодистого калия. Хотя, здесь следует отметить некоторую противоречивость результатов, полученных разными авторами: если Миколайчик и Дин [Mikolajczyk, Diehn, 1975] наблюдали действие КJ только на положительный фототопотаксис E. gracilis, в исследованиях Ленчи с соавторами [Lenci et al., 1983] отмечается сильное воздействие препарата как на положительный, так и отрицательный фототопотаксис водоросли. Такие противоречивые результаты объясняются влиянием на фотодвижение водоросли циркадных ритмов и возраста культуры [Photomovement, 2001].

Между тем, результаты использования никотина (ингибирующего биосинтез ретиналя) и гидроксиламина (реагирующего как со свободным, так и со связанным с опсином ретиналем), вызывающих ингибирование формирования ПЖТ E. gracilis и фотоориентации клеток, привели к предположению о присутствующем в ПЖТ ретинале как фоторецепторном пигменте E. gracilis [Barsanti et al., 1992, 1993].

Однако, К. Фостер [Foster, 2001] считает, что факт ингибирования формирования ПЖТ еще не подтверждает - 99 участия родопсина в фоторецепции;

в качестве доказательства он приводит пример ингибирования фототопотаксиса Chlamydomonas никотином и норфлуразоном. Хотя родопсин присутствует в клетках Chlamydomonas, это, по мнению Фостера, совсем не означает, что он является фоторецепторным пигментом водоросли, так как действие специфических ингибиторов на клетки может происходить различными путями.

В случае Euglena формирование ПЖТ может быть попросту зависимым от родопсина. Кроме того, более тщательный анализ показал отсутствие влияния препарата на положительный и отрицательный фототопотаксис водоросли при продолжительном (более 6 месяцев) действии никотина, в то время как ретиналь был обнаружен в клетках E. gracilis посредством методов хроматографии [Gualtieri et al., 1992].

7.2.7. Использование заместителей фоторецепторных пигментов Еще один методический прием предполагает использование заместителей фоторецепторных пигментов. Так, вместо природных флавинов (в первую очередь, рибофлавина) в ПЖТ предлагается использовать розеофлавин, который отличается смещенным в красную сторону максимумом поглощения (вплоть до нм) по сравнению с рибофлавином (с максимумом поглощения при 500 нм). Если спектр действия фототопотаксиса необработанных клеток E. gracilis не простирается в область свыше 520 нм, то обработанные розеофлавином клетки E. gracilis (клетки росли в культуре с добавленным розеофлавином в течение 30 дней) демонстрируют смещенную в красную область (550-580 нм) спектральную чувствительность фототопотаксиса [Hder, Lebert, 1998].

Как видно, обе стороны – сторонники флавиновой и родопсиновой природы фоторецептора E.

gracilis, используя комплексы разнообразных методов и подходов, а также весьма весомые аргументы, продолжают дискуссию относительно природы фоторецепторных пигментов E. gracilis, которая все еще далека от завершения.

7.3. ИДЕНТИФИКАЦИЯ ФОТОРЕЦЕПТОРНЫХ ПИГМЕНТОВ У ЗЕЛЕНЫХ ВОДОРОСЛЕЙ Спектр действия положительного фототопотаксиса Chlamydomonas reinhardtii демонстрирует широкую полосу в области 400-600 нм с максимумом при 500 нм [Foster, Smyth, 1980], что дало основание авторам предположить участие в фоторецепции ретиналя. Так, замещение природного фоторецептора Chlamydomonas эндогенными ретиналевыми аналогами приводит к смещению спектров действия фототопотаксиса водоросли, что свидетельствует в пользу родопсиновой природы фоторецептора Chlamydomonas. Это подтверждают результаты измерения эффективного сечения поглощения s = 0,810- м2 (для флавинов величина этого параметра составляет 0,4810-21 м2, для родопсина – 1,510-20 м2) [Sineshchekov, 1991b].

Исследованиями ряда авторов, проведенными в течение последних десятилетий, получено подтверждение родопсиновой природы фоторецептора у таких зеленых водорослей как Ch. reinhardtii и Haematococcus pluvialis [Sineshchekov et al., 1991a,b;

1994;

Krger, Hegemann, 1994;

]. Данные о фоторецепторе Ch. reinhardtii получены на основе сравнения фотодвижения нормальных клеток и клеток, лишенных каротиноидных пигментов;

что же касается H. pluvialis, то представления о природе фоторецептора у этого вида получены на основе анализа спектра действия фотореакций.

Основным методическим приемом в исследовании фоторецепторных систем этих водорослей было изучение мембранных потенциалов или электрических токов, протекающих через мембраны одиночных клеток с использованием присасывающихся пипеток. Ионы, которые перемещаются через мембраны, несут электричний заряд, благодаря которому в мембране образуются электрические токи величиною порядка 10 А. Измерить эти токи можно с помощью микроэлектродов, выполненных из вытянутых тонких стеклянных трубок. Эта техника получила название пэтч-клемп-метода, который заключается в установлении тесного контакта отполированного стеклянного микроэлектрода (микропипетки) диаметром - 100 0,5–1,0 мкм с мембраной, которая окружает изолированный протопласт (клетку, лишенную клеточной оболочки). Такой тесный контакт достигался благодаря легкому присасыванию. Название этой техники происходит от английских слов “patch” – латка, пластырь (небольшая область в зоне контакта микропипетки с мембраной) и “clamp” – закреплять. Измерения производят или с закрепленным целым протопластом, или с той его частью, которая остается в отверстии микропипетки (рис. 7.2).

Рис. 7.2. Принцип кетч-клемп-метода регистрации мембранных потенциалов (пояснения в тексте).

В последнем случае латка размещается в физиологическом растворе, который окружает ее извне и подается через пипетку. Малые диаметры микропипетки позволяют измерять токи через отдельные ионные каналы. Характерной особенностью измерения мембранных потенциалов у Chlamydomonas reinhardtii и Haematococcus pluvialis являются величины входного сопротивления: 200-250 МОм (106 Ом) для Chlamydomonas reinhardtii и несколько сот МОм для Haematococcus pluvialis, тогда как типичные для биологических клеток значения входного сопротивления при использовании традиционного пэтч-клемп метода составляют сотни Гом (109 Ом).

Эта техника позволила в сочетании с микрооблучением клетки установить, что фотоиндуцированные электрические сигналы появляются лишь тогда, когда освещается область стигмы, что свидетельствует о наличии фоторецептора именно в этой области [Ristori et al., 1981;

Sineshchekov et al., 1991a]. Кроме того, эта техника позволила измерить спектр действия генерации электрического сигнала.

Авторы пришли к следующим выводам: 1) величина генерируемого электрического сигнала зависит от ориентации клетки и ее фоторецептора относительно светового стимула;

величина отношения сигналов, полученных при освещении фоторецептора и задней части клетки, составляла около 8 для Chlamydomonas reinhardtii и 3 для Haematococcus pluvialis [Harz et al., 1992] (различия объясняются структурными особенностями стигмы – четырехслойной у Chlamydomonas reinhardtii и однослойной – у Haematococcus pluvialis);

2) стигма Chlamydomonas выполняет функции четвертьволновой пластины, обеспечивающей усиление светового сигнала за счет отраженных от слоев стигмы световых волн и их интерференции;

3) спектр действия генерации электрических сигналов по форме напоминает спектр поглощения родопсина;

тонкая структура спектра свидетельствует о жестком размещении хромофора в белковом окружении и возможном участии более чем одного фоторецепторного пигмента.

- 101 7.4. ИДЕНТИФИКАЦИЯ ФОТОРЕЦЕПТОРНЫХ ПИГМЕНТОВ У DUNALIELLA 7.4.1. Анализ спектра действия фототопотаксиса Dunaliella Спектры действия фототопотаксиса обоих видов Dunaliella занимают область 400-520 нм и демонстрируют два максимума при 410-415 нм и 465-475 нм [Посудін та ін., 1991].

Спектры действия фототопотаксиса эвгленофитовых (Euglena gracilis [Hder, Reinecke, 1991]), зеленых (Chlamydomonas reinhadtii [Nultsch, 1971], Platymonas subcordiformis = Tetraselmis subcordiformis, Stephanoptera gracilis [Halldal, 1958]) и динофитовых водорослей (Peridinium trochoideum (Stein) L., Goniaulaх catenella Whedon et Kofoid [Halldal, 1958]) имеют общие черты: водоросли демонстрируют максимальную чувствительность в синезеленой (440–520 нм) области спектра и очень малую (если не нулевую) чувствительность к свету с длиной волны свыше 560 нм. Исключение составляет Prorocentrum micans Ehrenb. (Dinophyta) с eго максимальной чувствительностью в красной (640 нм) области спектра.

Представители криптофитовых водорослей (Cryptomonas sp. CR-1, C. rostratiformis, C. nordstedtii) характеризуются спектром действия положительного фототопотаксиса с максимумом в желтой (560 нм) области спектра, что авторы связывают с участием фоторецептора неустановленной природы [Watanabe, Erata, 2001].

Сравнивая спектры действия фототопотаксиса двух видов Dunaliella со спектрами поглощения известных природных пигментов, можно допустить, что функцию фоторецепторов у видов Dunaliella могут исполнять каротиноиды, флавины, птерины или родопсин. Для более точной идентификации фоторецепторных пигментов необходимо продолжить их исследование другими методами.


7.4.2. Использование латерального ультрафиолетового излучения Один из первых этапов наших исследований фоторецепторной системы Dunaliella был связан с использованием латерального ультрафиолетового излучения. Реакция водорослей на ультрафиолетовое излучение дает возможность выяснить участие в фоторецепции таких пигментов, которые поглощают в ультрафиолетовой области спектра (например, флавинов). Известно, что фотореакции на ультрафиолетовое излучение демонстрировали водоросли из рода Tetraselmis Stein. - Tetraselmis hazenii (= Platymonas subcordiformis (Wille) Hazen )[Halldal, 1961]. Для сопоставления наших результатов исследования фотодвижения Dunaliella с получеными П. Хэллдэлом для Tetraselmis hazenii мы, кроме видов Dunaliella, исследовали фотодвижение при ультрафиолетовом облучении другого вида того же рода – Tetraselmis viridis (Rouch.) Norris et al. (= Platymonas viridis Rouch.) штамм № 68 из коллекции Института ботаники НАН Украины.

Методы исследований. В качестве источника стимулирующего света использовали осветитель ЛОС-2 с ксеноновой лампой мощностью 1 кВт, спектр излучения которой сходен со спектром солнечного излучения, достигающего поверхности Земли. Излучение источника направляли под углом 30 0С на исследуемый объект, расположенный на предметном столике микроскопа Биолам, через инфракрасный фильтр (слой дистиллированной воды) и один из интерференционных фильтров с максимумами пропускания при 249, 279, 304, 310, 335, 364, 407, 434, 497, 541 и 655 нм. Кроме того, использовали фильтр УФС с полосой пропускания в области 240–410 нм. Спектральные характеристики этих фильтров в сопоставлении со спектрами поглощения флавинов и каротиноидов представлены на рис. 7.3.

Отличительной особенностью этих опытов было использование в качестве покровного стекла кварцевой пластинки толщиной 1,75 мм (кварц характеризуется пропусканием в ультрафиолетовой области спектра) [Посудин и др., 1990] - 102 Рис. 7.3. Спектры поглощения пигментов (1 – флавины;

2 – каротиноиды) и спектры пропускания (3) интерференционных филь тров (цифры соответствуют максимумам пропускания) в УФ- и видимой областях спектра;

D – поглощение пигментов, Т – пропускание фильтров [Посудин и др., 1990].

Результаты исследований. Результаты измерений фототопотаксиса двух видов Dunaliella и контрольного образца Tetraselmis viridis (табл. 7.1) свидетельствуют о том, что при воздействии стимулирующего света с длинами волн 249, 279 и 310 нм значения параметра F, полученные для обоих видов Dunaliella, существенно отличаются от таковых, полученных для Tetraselmis [Посудин и др., 1990]. В области 304 нм значения этого параметра примерно одинаковы для всех трех исследуемых водорослей, что можно объяснить совпадением в этой области минимумов поглощения как флавинов, так и каротиноидов. В ближней ультрафиолетовой (335 и 364 нм) и видимой (407–655 нм) области спектра существенных отличий параметра F для исследуемых водорослей не обнаружили. Данные исследований фотодвижения Dunaliella в ультрафиолетовой области спектра указывают на то, что в пределах ошибок измерений оба вида не демонстрируют сколь-либо существенных максимумов зависимости параметра F от длины световой волны l в ультрафиолетовой области спектра, где имеют место максимумы поглощения флавинов и родопсина. В то же время T. viridis присущи значительные увеличения параметра F в ультрафиолетовой области спектра (249, 279 и 310 нм). Об этом свидетельствуют и результаты, полученные при использовании широкополосного (240–410 нм) фильтра УФС (табл. 7.1).

Сопоставление полученных нами результатов со спектрами действия параметров фотодвижения других водорослей (Chlamydomonas reinhardtii [Foster, Smyth, 1980], Haematococcus pluvialis [Sineshchekov, 1988], Tetraselmis hazenii (= Platymonas subcor-diformis) [Halldal, 1961] и Euglena gracilis [Foster, Smyth, 1980] представлены на рис. 7.4.

Таблица 7.1. Результаты измерения фототопотаксиса исследуемых видов водорослей в ультрафиолетовой и видимой областях спектра l, нм І, Вт/м2 R(l) R(l) R(l) F(l) F(l) F(l) D. s. D. v. T. v. D. s. D. v. T. v.

Ультрафиолетовая область -0,05 -11,81±0, 249 0,17 0,05 0,35 11,81±0,01 82,68±0, -0,08 -15,09±0, 279 0,19 0,01 0,19 1,89±0,02 35,84±0, 304 0,21 0,07 0,08 0,08 10,96±0,05 12,53±0,10 12,53±0, 310 0,18 0,02 0,05 0,12 3,58±0,15 8,24±0,07 21,50±0, 335 0,27 0,03 0,01 0,05 3,32±0,02 0,66±0,03 5,53±0, 364 0,28 0,08 0,07 0,07 7,85±0,10 6,87±0,10 6,87±0, УФС 0,02 0,02 0,33 - - - 103 Видимая область 13,28 ±0, 407 0,37 0,15 0,20 0,16 9,96± 0,13 10,62± 0, 7,47 ±0, 434 0,37 0,10 0,12 0,29 6,23± 0,07 23,04± 0, 18,15 ±0,10 22,08 ±0, 497 0,41 0,42 0,37 0,45 20,61± 0, 2,94 ±0,01 0,84 ±0, 541 0,44 0,07 0,06 0,02 2,52± 0, -0,09 -0,07 -0,09 -2,87 ±0,01 -2,24± 0,03 -2,88 0, 655 0, П р и м е ч а н и е : R(l) - относительное число клеток, двигающихся по направлению распространения света;

F(l) - параметр, характеризующий фототопотаксис клеток на данной длине волны l стимулирующего света;

І - интенсивность стимулирующего света;

D.s. - D. salina;

D. v. - D. viridis;

T. v. - Tetraselmis viridis.

Обсуждение результатов. Сопоставление наших результатов измерения параметра F в ультрафиолетовой области спектра для двух видов Dunaliella и Tetraselmis viridis с результатами, полученными Хэллдэлом (1961), позволяет предположить, что наличие фототопотаксиса в этой области присуще только видам рода Tetraselmis. Оставляя в стороне дискуссию о возможных фоторецепторных пигментах, участвующих в фототопотаксисе Tetraselmis (Хэллдэл считает, что функции этих пигментов выполняют каротенопротеины), на наш взгляд, полное отсутствие фототопотаксиса обоих видов Dunaliella в ультрафиолетовой (240–400 нм) области спектра дает право исключить флавины и родопсин из числа возможных пигментов, ответственных за фоторецепцию у видов Dunaliella [Посудин и др., 1990].

Данные по исследованию фотодвижения Dunaliella в ультрафиолетовой области спектра [Посудін та ін., 1991;

Posudin et al.,1992] свидетельствуют, что в пределах ошибок измерений оба вида не демонстрируют сколь-либо существенных максимумов зависимости фототопотаксиса от длины световой волны l в ультрафиолетовой области спектра, Рис.7.4.Спектры действия:1-положительного фототопотаксиса Platymonas sub-cordiformis [Halldal, 1961];

2–фототопотаксиса Chlamy domonas reinhardtii [Nultsch et al., 1971];

3 – фото-топотаксиса Dunaliella spp. [Посудін та ін., 1991];

4 – фотоиндукции потенциала фототопотаксиса Haemato-coccu spluvialis [Синещеков,Литвин, 1988];

5 – Euglena gracilis [Foster, Smyth, 1980].

где имеют место максимумы поглощения флавинов, птеринов и родопсина;

отсутствие фототопотаксиса обоих видов Dunaliella в ультрафиолетовой (240–400 нм) области спектра наряду со спектром действия фототопотаксиса водорослей в видимой (400-520 нм) области спектра, полученным нами ранее, свидетельствуют о возможном участии в качестве фоторецепторных пигментов каротиноидов, спектр поглощения которых занимает область 350-500 нм. Напомним, что авторы исследований фотодвижения D.

salina [Wayne et al., 1991] предположили участие в фоторецепции каротенопротеинов или родопсина.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ Спектр действия фототопотаксиса двух гипергалобных видов Dunaliella идентичен;

он находится в пределах 400–520 нм и имеет два максимума: при 410–415 нм и 465–475 нм. Спектр действия фототопотаксиса Dunaliella spp. несколько отличается от таковых Chlamydomonas reinhardtii и - 104 Haematococcus pluvialis (Chlorophyceae) (см. рис. 7.4), демонстрирующих широкую полосу в области 400– 550 нм с максимумом при 500 нм, и существенно отличается от спектров действия фототопотаксиса Tetraselmis viridis (Chlorodendrophyceae) (см. рис. 7.4) и Euglena gracilis (Euglenophyta) (см. рис. 7.4). В отличие от представителей Chlorophyceae Tetraselmis viridis проявляет способность к фототопотаксису и в ультрафиолетовой области спектра. Euglena gracilis демонстрирует фототопотаксис в области 300–550 нм с двумя основными максимумами при 385 нм и 460 нм и двумя небольшими максимумами при 410 и 490 нм.

Таким образом, представители разных родов, классов и отделов существенно отличаются по спектрам действия фототопотаксиса, что свидетельствует о различии в наборах фоторецепторных пигментов.

- 105 ГЛАВА МЕХАНИЗМЫ ФОТОРЕЦЕПЦИИ И ФОТООРИЕНТАЦИИ DUNALIELLA 8.1. ИЗВЕСТНЫЕ МЕХАНИЗМЫ ФОТОРЕЦЕПЦИИ И ФОТООРИЕНТАЦИИ ВОДОРОСЛЕЙ Общие и специфические особенности фоторецепторных систем жгутиковых водорослей с точки зрения их структурного и химического разнообразия, присущего представителям различных таксонов водорослей, рассмотрены нами ранее [Масюк, Посудин,1991б;

см. также главы 6,7 в настоящей работе]. Целью данного раздела является рассмотрение возможных механизмов фоторецепции и фотоориентации Dunaliella. В литературе [Foster, Smyth,1980;

Kreimer,1994] освещены известные механизмы фоторецепции и фотоориентации водорослей, среди которых можно выделить следующие.

Периодическое освещение и затенение стигмой фоторецептора. В процессе вращения клетки вокруг своей продольной оси возникает амплитудная модуляция света, попадающего на фоторецептор, величина которой зависит от направления движения клетки по отношению к направлению распространения стимулирующего света (рис. 8.1). Стигма может либо выполнять функции только модулятора, не отражая света (Euglenophyceae) [Colombetti et al., 1982;

Lebert, Hder, 2000], либо сочетать модуляцию с фокусировкой отраженного света на фоторецептор (Chrysophyceae, Phaeophyceae, некоторые виды Dinophyceae, репродуктивные клетки Eustigmatophyceae) [Kreimer, 1994]. Поскольку у всех подвижных жгутиковых эукариотических водорослей поступательное движение сопровождается вращением клетки вокруг собственной оси, модуляционный механизм фоторецепции присущ всем этим объектам. По всей вероятности, он унаследован ими отпрокариот или общих с ними предшественников и является первичным механизмом фоторецепции всех жгутиковых эукариотических водорослей и их монадных репродуктивных клеток. Кроме общего модуляционного механизма, у разных таксонов выявлены дополнительные (вторичные) механизмы, усиливающие модуляционный эффект.

Волноводный механизм. Предполагается распространение бокового света, перпендикулярного продольной оси клетки, через спаренные тилакоиды, расположенные перпендикулярно к плоскости пигментированного слоя стигмы и продольной оси клетки. Эти хлоропластные тилакоиды обладают высоким коэффициентом преломления по сравнению со светлоокрашенными промежутками между ними и образуют специфический волновод для распространяющегося по ним света (рис. 8.2). Таким образом, клетка реагирует на световой стимул при условии попадания его на определенную, брюшную часть боковой поверхности. Такой механизм обнаружен у криптофитовых водорослей Chroomonas Hansg. и Cryptomonas Ehrenb. [Foster, Smyth, 1980].

Рис. 8.1. Модуляционный механизм фотоориентации Euglena gracilis: в процессе вращения клетки вокруг её продольной оси возникает амплитудная модуляция интенсивности света (a), попадающего на фото рецептор сбоку, которая изменяется от максимального значения (Imax) до нулевого (I0) с последующим биением жгутика;

если свет направлен параллельно продольной оси (б), модуляция света и биение жгутика отсутствуют [Colombetti et al., 1982].

- 106 Рис. 8.2. Схема строения и расположения фоторецепторной системы Chroomonas Hansg.:

1 – вырост хлоропласта, в котором находится слой крупных пигментированных глобул (стигма) и спаренные тилакоиды с фоторецепторными пигментами, направленные перпендикулярно к плоскости стигмы и к продольной оси клетки;

2 – местоположение фоторeцепторной системы внутри клетки Chroomonas;

р – пиреноид;

с – хлорoпласт [Foster, Smyth, 1980].

Оцеллоидный механизм. Подобный механизм присущ представителям динофитовых водорослей из семейства Warnowiaceae [Foster, Smyth, 1980]. Фоторецепторная система этих водорослей представлена особой специализированной органеллой - оцеллоидом, состоящим из трех основных частей: гиалосомы, меланосомы и разделяющей их оцеллоидной камеры. Оцеллоид достигает 20 мкм длины и 6-15 мкм в диаметре. Ультраструктура оцеллоида изучена у трех родов: Nematodium, Warnowia и Erythropsidinium [Francis, 1967;

Mornin, Francis, 1967;

Greuet, 1987]. Рассмотрим в качестве примера строение оцеллоида Nematodium и Erythropsidinium (рис. 8.3). Гиалосома ГС представляет собой фокусирующую систему, соответствующую кристаллику в зрительном анализаторе высших животных. Состоит гиалосома из периферической зоны, напоминающей роговую оболочку глаза, и слоистого центрального кристаллоидного тела КТ, имеющего грушеобразную форму и образующегося путем откладывания плоских эндоплазматических пузырьков, содержащих бесцветное, преломляющее свет вещество с коэффициентом преломления 1,52 [Francis, 1967]. Кристаллоидное тело лежит на базальной пластинке БП, вдоль заднего края которой расположены исчерченные волокна ИВ;

между базальной пластинкой и плазмалеммой находится тело Т. Вокруг гиалосомы находятся сжимающее кольцо СК, которое контактирует с периоцеллоидной галереей ПГ. Оцеллоидная камера ОК представляет собой пространство, соединяющееся с внешней средой с помощью оцеллоидного канала К, который открывается в продольную бороздку на поверхности клетки. Дно камеры покрыто волокнистым фибриллярным слоем Ф, который может характеризоваться паракристаллическим строением. Меланосома МС имеет форму чаши и состоит из ретиноидного тела РТ и пигментированного кольца ПК. Ретиноидное тело состоит из ламелл Л, которые контактируют с пузырчатым слоем ПС, связано с митохондрионом М и ответвлениями эндоплазматической сети (см. рис. 8.3).

Свет, попадая на оцеллоид, фокусируется кристаллоидным телом КТ на ламеллярном слое ретиноидного тела, играющего роль пластинчатого волновода и граничащего с отражающим пузырчатым слоем, содержащим пигментные глобулы, построенным по типу четвертьволновой пластины. Таким образом, в оцеллоидной системе имеют место несколько оптических процессов: фокусировка света линзой, ограничение светового потока пластинчатым волноводом, преломление и интерференция световых волн с помощью пузырчатого слоя ретиноидного тела (см. рис. 8.3).

- 107 Рис.8.3.Схема строения оцел лоида Nematodium(а) и Erythr- opsidinium (б): БП - базальная плстинка;

ГС -исчерченные гиалосома;

ИВ волокна;

К - оцеллоидный канал;

КТ - кристаллоидное тело;

Л ламеллы ретиноидного типа;

М митохондрион;

МС - меланосома;

ОК - оцеллоиднаякамера;

ПГ периоцеллоиднаягалерея;

ПК пигментированное кольцо;

ПС пузырчатый слой ретиноидного тела;

СК - сжимающие кольца;

Т тело;

Ф фибриллярные (волокнистые) образования на дне оцеллоидной камеры [Greuet, 1987].

Интерференционный механизм. Результаты исследования четырехслойной стигмы (Foster, Smith, 1980;

Feinleib,1985) освещены нами в главе 6 (см. рис. 6.3, 6.4). Согласно выводам Фостера и Смита (Foster, Smith, 1980), стигма, которая состоит из нескольких чередующихся пигментированных и непигментированных слоев (некоторые зеленые водоросли имеют до девяти таких пигментированных слоев), и предположительно расположена под фоторецептором, выполняет функции многослойной четвертьволновой (интерференционной) пластины. Фостер и Смит, предложившие интерференционный механизм фоторецепции у зеленых водорослей, рассматривали слой пигментированных глобул как один сплошной пигментированный слой, окруженный непигментированными промежутками. Особенно важно в их гипотезе то, что эти слои являются сплошными.

Если световые лучи попадают на боковую часть клетки, где расположена стигма, фоторецептор получает сигнал усиленной интенсивности, равной сумме интенсивностей падающего и отраженного от каждого слоя света. Если освещается противоположная сторона клетки, сигнал, получаемый фоторецептором, ослабляется благодаря поглощению света внутренним содержимым клетки и стигмой, а также отражением от стигмы. Таким образом, модулируя свет, стигма образует антенну, определяющую местоположение источника света. Описанный эффект усиливается благодаря чередованию в стигме нескольких пигментированных и непигментированных слоев с периодичностью примерно равной 1/4 длины волны воспринимаемого света. При освещении клетки со стороны стигмы в результате интерференции падающего и отраженного света несколькими пигментированными слоями стигмы образуется несколько максимумов интенсивности, местоположение которых совпадает с местоположением плазмалеммы и тилакоидных мембран, находящихся внутри стигмы. При освещении клетки с противоположной стороны возникает несколько минимумов в тех же положениях внутри стигмы, что усиливает контраст в восприятии света, падающего с двух противоположных сторон.

Предполагается, что подобный механизм присущ представителям Chlorophyceae, Prasinophyceae и некоторым видам Dinophyceae [Foster, Smyth,1980;

Hegemann, Fischer, 2001], обладающим многослойными стигмами. В случае равенства толщины слоев и промежутков между ними четверти длины световой волны имеет место усиление света [Hegemann, Harz, 1998]. Естественно, что такой четвертьволновый интерференционный механизм предусматривает наличие в стигме нескольких сплошных пигментированных слоев.

- 108 8.2. ДИФРАКЦИОННЫЙ МЕХАНИЗМ ФОТОРЕЦЕПЦИИ И ФОТООРИЕНТАЦИИ DUNALIELLA Существенным возражением против интерференционного механизма, предложенного Фостером и Смитом, является то, что в природе не встречаются стигмы в виде сплошных пигментированных слоев. Стигма зеленых водорослей состоит из отдельных сферических глобул (рис. 8.4, а) или из плотно упакованных вследствие взаимного сдавливания глобул сферической (рис. 8.4, б) или гексагональной (рис. 8.4, в) формы.

У многих зеленых водорослей стигма состоит из единственного слоя пигментированных глобул. Из исследованных видов зеленых водорослей 40 имеют однослойную стигму [Melkonian, Robenek, 1984].

Однослойные стигмы наблюдаются у празинофициевых (Mantoniella squamata (Manton et Parke) Desikach., Monomastix Scherff., Nephroselmis Stein [Melkonian, Robenek, 1984]). Они обнаружены у ряда видов Chlamydomonas, например, у Chlamydomonas moewusii Gerloff [Walne, Arnott,1967]. Количество пигментированных глобул в стигме варьирует от 18 (Dunaliella salina Teod.) до 2000 (Volvox sp.);

размеры глобул колеблются обычно от 80 до 130 нм, достигая иногда 200 нм в диаметре [см. обзор: Масюк, Посудин, 1991б].

Нами впервые предложен возможный дифракционный механизм фоторецепции у одноклеточных зеленых жгутиковых водорослей, обладающих стигмой с одним или несколькими слоями неплотно расположенных или гексагонально упакованных пигментированных глобул [Посудин, Масюк, 1996;

Posudin, Massjuk, 1996]. Предложенный дифракционный механизм фоторецепции основывается на том факте, что пигментированные глобулы стигмы являются периодическими структурами, которые выполняют функции дифракционной решетки. При взаимодействии световой волны с такими периодическими структурами имеет место дифракция света, сопровождаемая образованием дифракционных максимумов.

Интенсивность и пространственное положение этих максимумов зависит от геометрии дифракционной решетки (в нашем случае – размеров глобул и интервалов между ними, общего количества глобул), а также от угла падения света на решетку и длины световой волны. В зависимости от степени совпадения дифракционного максимума с местонахождением фоторецептора, предположительно расположенного в плазмалемме, непосредственно над стигмой, изменяется величина светового сигнала, попадающего на фоторецептор, управляющий биениями жгутиков и приводящий к фотоориентации клетки.



Pages:     | 1 |   ...   | 2 | 3 || 5 | 6 |   ...   | 8 |
 





 
© 2013 www.libed.ru - «Бесплатная библиотека научно-практических конференций»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.