авторефераты диссертаций БЕСПЛАТНАЯ БИБЛИОТЕКА РОССИИ

КОНФЕРЕНЦИИ, КНИГИ, ПОСОБИЯ, НАУЧНЫЕ ИЗДАНИЯ

<< ГЛАВНАЯ
АГРОИНЖЕНЕРИЯ
АСТРОНОМИЯ
БЕЗОПАСНОСТЬ
БИОЛОГИЯ
ЗЕМЛЯ
ИНФОРМАТИКА
ИСКУССТВОВЕДЕНИЕ
ИСТОРИЯ
КУЛЬТУРОЛОГИЯ
МАШИНОСТРОЕНИЕ
МЕДИЦИНА
МЕТАЛЛУРГИЯ
МЕХАНИКА
ПЕДАГОГИКА
ПОЛИТИКА
ПРИБОРОСТРОЕНИЕ
ПРОДОВОЛЬСТВИЕ
ПСИХОЛОГИЯ
РАДИОТЕХНИКА
СЕЛЬСКОЕ ХОЗЯЙСТВО
СОЦИОЛОГИЯ
СТРОИТЕЛЬСТВО
ТЕХНИЧЕСКИЕ НАУКИ
ТРАНСПОРТ
ФАРМАЦЕВТИКА
ФИЗИКА
ФИЗИОЛОГИЯ
ФИЛОЛОГИЯ
ФИЛОСОФИЯ
ХИМИЯ
ЭКОНОМИКА
ЭЛЕКТРОТЕХНИКА
ЭНЕРГЕТИКА
ЮРИСПРУДЕНЦИЯ
ЯЗЫКОЗНАНИЕ
РАЗНОЕ
КОНТАКТЫ


Pages:     | 1 | 2 || 4 |

«КАЛИНИНГРАДСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ Г.Н. Чупахина СИСТЕМА АСКОРБИНОВОЙ КИСЛОТЫ РАСТЕНИЙ Калининград ...»

-- [ Страница 3 ] --

Возможность влияния экзогенного цитохрома с (поглощение при 550 и 521 нм) на светозависимое накопление АК проверялось нами в опытах с 11 дневными альбиносными проростками ячменя, которые предварительно выдер живались 40 часов в темноте (табл. 20). Освещение (интенсивность света 33 тыс.

эргсм-2с-1) листьев на растворе цитохрома с (0,403 мг/мл) стимулировало нако пление восстановленной формы АК и снижало ее дериваты - ДАК и ДКГК.

Можно предположить, что энергия зеленого света, поглощенного цитохромом с, идет на восстановление ДАК в АК.

Таблица Действие экзогенного цитохрома с на содержание АК, ДАК и ДКГК (мкг/г) в 11-дневных альбиносных проростках ячменя на свету (33 тыс. эргсм-2с-1) (экспозиция 24 ч;

предварительное выдерживание растений в темноте 40 ч) Вариант опыта АК ДАК ДКГК 134,4 ± 5,4 92,3 ± 4,7 104,4 ± 7, На воде На растворе цитохрома с 268,6 ± 12,9 66,8 ± 2,1 86,8 ± 11, (0,403 мг/мл) Таким образом, физиологическая активность зеленого света, в частности, в отношении светозависимого накопления АК, может быть связана не только с функционированием фитохрома, но и с другими фоторецепторами, поглощаю щими свет в зеленой области спектра.

Глава 5. АЛЬБИНОСНЫЕ ПРОРОСТКИ КАК МОДЕЛЬ ДЛЯ ИССЛЕДОВАНИЯ СВЕТОЗАВИСИМЫХ ПРОЦЕССОВ, НЕ СВЯЗАННЫХ С ФОТОСИНТЕЗОМ Разработанный нами метод получения альбиносных проростков ячменя из обработанных СМ семян (глава 4.3) позволяет получать неограниченное количе ство материала, который можно использовать для исследования светозависимых процессов, не связанных с фотосинтезом, а также для изучения биогенеза хлоро пласта, его функциональной активности. В настоящее время имеется целый ряд примеров успешного использования подобных объектов для исследования неко торых физиологических проблем, и в частности для выяснения механизмов фо тосинтеза, его структурной и функциональной организации [411].

Под действием СМ ингибируется синтез хлорофилла, развитие структуры хлоропластов [222, 228]. Детального исследования влияния СМ на биосинтез белков хлоропласта не проводилось. В связи с этим нами выполнена работа по изучению действия СМ на состав и активность некоторых белков электрон транспортной цепи, ферментов цикла Кальвина, ассимиляцию СО2 и продукты пятиминутного фотосинтеза [182].

В опытах использовались вырезки из зеленых и альбиносных участков му тантных листьев ячменя. Контролем служили зеленые проростки. Наличие или отсутствие белков электрон-транспортной цепи контролировали электрофорезом в ПААГ. Для выделения фракции белков навеску листьев 1,5 г измельчали в жидком азоте, затем экстрагировали 0,05 М трис-НСl+ 0,1% тритон Х-100. Белки осаждали холодным ацетоном (1:1 объем/объем), осадок экстрагировали выше указанным буфером. Нерастворимые белки отделяли центрифугированием при 10 тыс. g в течение 15 минут. Супернатант хроматографировали на сефадексе Г 25, белковую фракцию, выходящую из колонки первой, использовали для элек трофореза.

Изоферменты пероксидазы в ПААГ выявляли по Орнстейну [356], ферре доксин-НАДФ-редуктазу, ферредоксин и пластоцианин по Христину и др. [164, 165]. Перед электрофорезом белковые метчики и экстракты листьев инкубиро вали 40 минут при 90° С в присутствии додецилсульфата натрия (2%) и дитиот реитола (0,01%).

Для получения фракции водорастворимых белков листья растирали в трис НСl буфере 0,05 М, рН 7,8, содержащим дитиотреитол 0,001 М, MgCl2 0,01 М, ЭДТА 0,0005 M. После разрушения гомогенат центрифугировали (20 тыс.

об/мин) при 0° С в течение 30 минут. Скорость ферментативной реакции изме ряли в свежеприготовленных экстрактах. Активность РДФ-карбоксилазы опре деляли радиометрическим методом, рибозо-5-фосфатизомеразы и фосфорибуло киназы - колориметрическим [129].

Продукты пятиминутного фотосинтеза выявляли в листьях, предварительно экспонированных в газовой камере с 14СO2 (конц. 0,033%), фиксацию проводили кипящим 96%-ным этанолом. Далее листья растирали и экстрагировали нисхо дящими концентрациями этанола, сумму спиртоводорастворимых соединений лиофильно высушивали, растворяли в 1 мл дистиллята, определенную аликвоту наносили на бумажную хроматограмму. Для разделения соединений применяли систему растворителей: 1 направление - этанол, насыщенный аммиаком, 2 на правление - бутанол - метанол - этанол - муравьинная кислота - вода (30:30:36:5:4 соответственно). Хроматограммы совмещали с рентгеновской пленкой РТ-1, 14С-соединения идентифицировали по метчикам, радиоактивные соединения просчитывали в сцинтилляционном счетчике. Расчет радиоактивных соединений вели на радиоактивность всей водорастворимой фракции.

Спектр поглощения ацетонового экстракта из альбиносных участков 11 дневных листьев ячменя показал отсутствие в объекте хлорофилла и каротинои дов (рис. 18). На этом же рисунке представлены спектры поглощения белков, полученных из ацетоновых экстрактов альбиносных и зеленых листьев. Видно, что белки альбиносных и контрольных растений поглощают в одной области, однако следует отметить большее поглощение первых в области полосы Соре (от 350 до 425 нм).

Рис. 18. Спектры поглощения:

А - ацетонового экстракта из альбиносных участков листьев ячменя;

Б - белков ацетонового экстракта из альбиносных участков листьев ячменя;

В - белков ацетонового экстракта зеленых листьев ячменя Более подробный анализ белков ацетоновых экстрактов показал, что элек трофореграммы, окрашенные красителем, а также зимограммы пероксидаз и диафораз существенно не отличаются у зеленых и альбиносных листьев. Обна ружена лишь незначительная разница в интенсивности окрашивания одной изо формы пероксидаз, ферментативная активность которой оказалась выше у аль биносных листьев (рис. 19).

Рис. 19. Электрофореграммы изоферментов пероксидазы (А) и диафоразы (Б) зеленых (1) и альбиносных (2) листьев ячменя В обоих вариантах опыта обнаружены ферредоксин, содержащий негемино вое железо, и пластоцианин, содержащий ионы меди, что свидетельствует о био синтезе в альбиносных листьях функционально активного ферредоксина и пла стоцианина. Приведенные данные указывают на то, что биосинтез белков ЭТЦ не ингибируется теми концентрациями СМ, которые использованы в опыте.

В гомогенатах, полученных из альбиносных и зеленых участков листьев опытных растений, определены РДФ-карбоксилаза, фосфорибулокиназа и рибо зо-5-фосфатизомераза (табл. 21). Из представленных данных видно, что ассими ляция СО2 альбиносными тканями очень низкая, что коррелирует с низким уровнем активности РДФ-карбоксилазы. Активность двух других ферментов фосфорибулокиназы и рибозо-5фосфатизомеразы - у альбиносов также снижена, но остается на достаточно высоком уровне.

Таблица Ассимиляция СО2 и активность ферментов цикла Кальвина в зеленых и альбиносных участках листьев ячменя, полученных из обработанных СМ семян Участки Процент ингибирования от контроля (зеленые листья - 100%) листьев Скорость ас- Количество Активность симиляции водораство- РДФ-кар- фосфори- рибозо-5-фос СО2 римого белка боксилазы булокиназы фатизомеразы 49,1 ± 1,3 37,3 ± 2,7 41,7 ± 2,2 17,7 ± 2,1 35,5 ± 5, Зеленые 99,6 ± 0,3 - 41,8 ± 2,8* 89,4 ± 5,2 26,5 ± 0,3 44,5 ± 6, Альбиносные * В данном варианте ингибирование отсутствовало. Количество водорастворимого белка увеличилось на 41,8% по сравнению с контролем.

Таким образом, в листьях ячменя под действием СМ происходит уменьше ние активности ферментов цикла Кальвина, и в основном это относится к РДФ карбоксилазе, большая субъединица которой кодируется ДНК хлоропласта и там же синтезируется, что и объясняет ингибирующее действие СМ, связывающего ся с 70S рибосомами, на активность РДФ-карбоксилазы [367].

Данные по распределению 14С в продуктах пятиминутного фотосинтеза по казывают, что по основным продуктам контроль и зелёная часть опытных листь ев не отличаются (табл. 22). Более 80% радиоактивного углерода в них включа ется в сахара и фосфорные эфиры сахаров. При хроматографировании экстракта из альбиносной ткани почти вся радиоактивность (93%) была обнаружена в зоне стартового пятна. Можно предположить, что у альбиносов в отсутствии фото синтеза идет ассимиляция CO2 по типу гетеротрофной фиксации высокомолеку лярными соединениями, которые при хроматографировании не отрываются от старта использованными системами растворителей. Возможность ассимиляции СO2 белыми листьями подтверждается и другими исследователями [387].

На основании приведенных данных можно заключить, что СМ избирательно ингибирует биосинтез белков в хлоропласте: мало влияя на образование иссле дованных белков ЭТЦ, он нарушает биосинтез хлорофилла, каротиноидов, асси миляцию CО2 и активность РДФ-карбоксилазы. Предлагается использовать экс периментально полученные альбиносные проростки как модель для изучения биогенеза хлоропласта, его функциональной активности и регуляции метабо лизма.

Глава 6. ОБРАЗОВАНИЕ АСКОРБИНОВОЙ, ДЕГИДРОАСКОРБИНОВОЙ И ДИКЕТОГУЛОНОВОЙ КИСЛОТ ПРИ ИНГИБИРОВАНИИ ДЫХАНИЯ И ОТДЕЛЬНЫХ ЕГО ЭТАПОВ Биосинтез аскорбиновой кислоты связан с окислительным превращением гексоз [306], в зеленых растениях она накапливается преимущественно на свету [110]. Этот процесс идет независимо от фотосинтеза, так как увеличение содер жания аскорбата отмечено и у альбиносных проростков при наличии экзогенно го субстрата [246, 181]. Пул АК у освещенных растений определяется скоростью ее новообразования и использования, например, в качестве восстановителя в ре акциях, связанных с функционированием электрон-транспортной цепи фотосин теза и дыхания, и кроме того, скоростью фотовосстановления образующейся в данных процессах окисленной формы аскорбиновой кислоты - ДАК [286]. При разрыве лактонового кольца дегидроформы образуется ДКГК, накопление кото рой может служить показателем направленности процессов в системе АКДАК. В связи с этим нами одновременно определялось содержание АК, ДАК и ДКГК в зависимости от процесса дыхания в целом и от отдельных его этапов - гликолиза и цикла трикарбоновых кислот с тем, чтобы оценить вклад указанных процессов в формирование пула АК на свету [174].

Объектом исследования служили зеленые и этиолированные 6-7-дневные проростки ярового ячменя сорта Майя. Перед опытами в зеленых проростках уровень аскорбиновой кислоты снижали сорокачасовым выдерживанием их в темноте. В работе использовали следующие ингибиторы: 2,4-динитрофенол (2,4 ДНФ) в концентрации 1 10-3 М, ингибитор гликолиза - фторид натрия (1,5 10- М), ингибитор цикла Кребса - малоновая кислота (5 10-2 М). Навески листьев, помещенные на растворы ингибиторов, освещались в течение 1 часа светом лю минесцентных ламп дневного света интенсивностью 15 тыс. эрг.см-2с-1. Кон трольные растения освещались на воде.

2,4-ДНФ в концентрации 1 10-3 М ингибировал накопление АК и ДКГК в зеленых и этиолированных проростках ячменя на свету (табл. 23). Содержание ДАК при этом в этиолянтах увеличилось более чем в три раза, тогда как в зеле ных проростках данный процесс был выражен слабее.

Таблица Влияние 2,4-динитрофенола на накопление АК, ДАК и ДКГК в проростках ячменя на свету Соединение Содержание кислот, мкг/г t на 1 10-3 М исходное на воде a б a (а) (б) 2,4-ДНФ (в) в в б Зеленые проростки* АК 356 403 368 6,34 4,04 1, ДАК 67 30 44 6,07 2,73 4, ДКГК 88 117 85 5,69 6,34 0, Этиолированные проростки** АК 370 439 348 5,51 7,23 1, ДАК 50 21 74 7,06 16,88 9, ДКГК 52 91 47 8,48 11,56 1, * n = 4, tтабл. = 3,18 для Р 0,05;

** n = 6, tтабл. = 2,57.

Используемая в опытах концентрация 2,4-ДНФ на 52% подавляла дыхание (рис. 20). Таким образом, ингибирование дыхания оказывает существенное влияние на содержание исследуемых кислот. Выявлена различная способность накапливать ДАК в присутствии 2,4-ДНФ у зеленых и этиолированных пророст ков, что связано с особенностями фотовосстановления ДАК [286] или необрати мого окислительного превращения AK [272] у этих растений.

В следующей серии опытов мы исследовали биосинтез АК, ДАК и ДКГК при ингибировании гликолиза (табл. 24). В присутствии фторида натрия содер жание восстановленной формы АК и ДКГК возрастало, что сопровождалось уменьшением количества дегидроформы.

Рис. 20. Влияние ингибиторов на дыхание листьев ячменя:

1 - контроль (на воде), 2 - в присутствии 2,4-ДНФ (1 10-3 М), 3 - в присутствии малоната (5 10-2 М), 4 - в присутствии фторида натрия (1,5 10-2 М) (экспозиция 1 ч) Таблица Влияние фторида натрия на накопление АК, ДАК и ДКГК в проростках ячменя на свету Соединение Содержание кислот, мкг/г t на 1,5 10-2 М исходное на воде a б a (а) (б) фториде натрия (в) в в б Зеленые проростки* АК 434 510 530 15,5 2,1 11, ДАК 68 35 28 3,9 2,2 5, ДКГК 90 117 226 5,8 22,9 27, Этиолированные проростки** АК 374 437 575 15,0 23,1 19, ДАК 38 24 0 12,8 13,4 8, ДКГК 61 89 210 13,8 31,8 4, * n = 4, tтабл. = 3,18 для Р 0,05;

** n = 6, tтабл. = 2,57.

АК в составе окислительно-восстановительной системы глутатион-аскорбат участвует в превращении дыхательного субстрата [315]. Аллен, Холл [199], Ма зурова [78] отмечали стимуляцию дыхания под действием АК, а величины инги бирования дыхания и синтеза АК под действием ликорина - специфического ин гибитора биосинтеза АК - коррелировали между собой [206]. В связи с этим можно предположить, что факт стимуляции накопления АК фторидом натрия является результатом снижения использования ее в дыхательном процессе в присутствии данного ингибитора. Но, принимая во внимание то, что фторид на трия лишь на 11% ингибировал дыхание (рис. 20), можно заключить, что выска занное предположение лишь частично объясняет наблюдаемые изменения в со держании АК под действием ингибитора гликолиза.

Процесс биосинтеза АК и ДКГК не связан с гликолизом как с энергетиче ским процессом, так как с энергетической точки зрения гликолиз малоэффекти вен [134]. Скорее всего, биосинтез АК и ДКГК идет из гексоз без окончательно го расщепления их в процессе гликолиза. Это хорошо подтверждается данными опыта, представленными в табл. 25, из которых видно, что дополнительное снабжение листьев ячменя экзогенной глюкозой - одним из основных субстратов в биосинтезе AK [402] - снимает эффект накопления АК и уменьшает накопле ние ДКГК под действием фторида натрия. Следовательно, биосинтез АК, ДКГК и гликолиз конкурируют за один и тот же субстрат и ингибирование гликолиза, отвлекающего часть имеющихся углеводов, может способствовать накоплению АК и ДКГК.

Таблица Влияние фторида натрия на накопление АК, ДАК и ДКГК в этиолированных проростках ячменя, плавающих на растворе глюкозы на свету Соединение Содержание кислот, мкг/г исходное на 1%-ном растворе глюкозы без фторида натрия с 1,5 10-2 М фторида натрия 420 ± 20 512 ± 3 521 ± АК 32 ± 6 14 ± ДАК 72 ± 2 106 ± 1 123 ± ДКГК Данные этих опытов не отрицают наличия субстратной связи между биосин тезом АК, ДКГК и гликолизом, так как фторид натрия ингибирует дыхание на стадии превращения 2-фосфоглицериновой кислоты в фосфоенолпируват и не исключено, что в биосинтезе АК и ДКГК используется не целая молекула глю козы, а метаболизированная в реакциях гликолиза, не ингибируемых фторидом натрия. Кроме этого гликолиз имеет альтернативу - гексозомонофосфатный шунт, который не блокируется данным ингибитором [163]. Эффект стимулиро вания биосинтеза АК фторидом натрия в этиолированных проростках выше, чем в зеленых, что можно объяснить тем, что часть вновь синтезированной АК в зе леных растениях отвлекается на процессы фотосинтеза и дыхания хлоропластов [206]. Таким образом, указанный эффект в конечном итоге определяется умень шением использования АК в процессе дыхания в присутствии фторида натрия и увеличением количества субстрата, необходимого для образования АК и ДКГК.

Субстратом может быть целая молекула глюкозы или глюкоза, преобразованная в гексозомонофосфатном цикле или начальных реакциях гликолиза.

При ингибировании ЦТК малонатом (дыхание снизилось на 31%) содержа ние всех исследуемых кислот в зеленых и этиолированных проростках на свету уменьшилось по сравнению с контролем (табл. 26). Следовательно, биосинтез АК и ее производных зависит от функционирования ЦТК. Эта зависимость мо жет быть энергетической, поскольку для образований АК необходимо фосфори лирование ее предшественников, если признать схему биосинтеза аскорбата, предложенную Левусом [304]. С другой стороны, ЦТК может быть донором предшественников, необходимых для образования АК. Известно, что некоторые органические кислоты способны отвлекаться из цикла. Среди них -кетоглута ровая, янтарная, щавелевая - кислоты, стимулирующие биосинтез АК в пророст ках ячменя [110].

Таблица Влияние малоната на накопление АК, ДАК и ДКГК в проростках ячменя на свету Соединение Содержание кислот, мкг/г t На 5 10-2 М рас Исходное На воде a б a (а) (б) твора малоната (в) в в б Зеленые проростки* АК 399 512 303 6,5 19,5 12, ДАК 58 38 15 4,0 5,4 11, ДКГК 86 110 96 34,9 5,7 3, Этиолированные проростки** АК 432 444 371 2,2 9,2 4, ДАК 35 24 15 6,9 3,7 3, ДКГК 64 92 83 14,0 20,9 12, * n = 4, tтабл. = 3,18 для Р 0,05;

** n = 6, tтабл. = 2,57.

Учитывая полученные данные, можно заключить, что на свету в проростках ячменя функционирует система трех кислот - АКДАКДКГК. При окислении ДКГК образуется винная кислота и C2-фрагмент, который может вовлекаться в обмен углеводов [306, 405]. Биосинтез двух кислот из этой системы - АК и ДКГК - носит светозависимый характер, тогда как ДАК на свету уменьшается.

Изменения в содержании АК, вызванные присутствием ингибиторов дыхания, всегда коррелировали с изменением уровня ДКГК. Это не относится к ДАК, ко торая является нестабильной и на свету быстро или фотовосстанавливается, или необратимо окисляется до ДКГК, что объясняет светозависимый характер нако пления последней.

Таким образом, биосинтез АК и ДКГК в зеленых и этиолированных проро стках идет с использованием органических кислот или глюкозы - целой ее моле кулы или метаболизованной в начальных реакциях гликолиза и гексозомоно фосфатного цикла. Светозависимое накопление АК и ДКГК связано с процессом дыхания, причем в большей степени с ЦТК, чем с гликолизом, которые вносят определенный вклад в формирование пула АК на свету.

Глава 7. ФОТОРЕГУЛЯЦИЯ АКТИВНОСТИ ФЕРМЕНТОВ, ОКИСЛЯЮЩИХ АСКОРБИНОВУЮ КИСЛОТУ Регуляция обмена веществ растений идет на двух уровнях: на уровне синтеза ферментов и изменения их активности. Значительные колебания ферментатив ной активности происходят в ответ на такие факторы, как свет, темнота, суб страты, гормоны, оводненность тканей, аэрация и т.д.

Механизм световой регуляции активности ферментов особенно важен для фототрофных организмов. Световая и темновая модуляции активности фермен тов [201] регулируют обмен веществ у фотосинтезирующих организмов таким образом, что на свету идет синтез сахаров и запасных веществ, а в темноте их использование. Отсюда тот интерес, который проявляют исследователи к вопро су фоторегуляции ферментов восстановительного пентозофосфатного цикла [21, 191]. На свету в хлоропластах быстро активизируются четыре фермента этого цикла: НАДФН-зависимая глицеральдегид-3-фосфат-дегидрогеназа, седогепту лозо-1,7-бисфосфатаза, фруктозо-1,6-бисфосфатаза и фосфорибулокиназа, а фер менты гликолитического пути - фосфофруктокиназа и НАДФ-зависимая глюко за-6-фосфатдегидрогеназа окислительного пентозофосфатного пути - на свету инактивируются [61].

Изменение активности ферментов на свету, предполагается [201], происхо дит за счет посттрансляционной модификации хлоропластных и цитоплазмати ческих ферментов. Некоторые модификации, вероятно, включают восстановле ние дисульфидных связей.

Активация светом ферментов восстановительного пентозофосфатного цикла путем тиол-дисульфидного превращения происходит за счет перевода неактив ных -S-S- форм ферментов в активные SH-формы. Это реализуется за счет того, что на свету осуществляется перенос электронов от хлорофилла на атом железа активного центра ферредоксина.

Восстановленный белок ферредоксин, окисляясь, передает водород тиоре доксину при участии фермента ферредоксин-тиоредоксин-редуктазы. Тиоредок син в восстановленной форме выступает как редуктаза дисульфидных групп белков, он функционирует как донор водорода для ряда ферментов.

В темноте восстановленные на свету ферменты вновь окисляются, и этот процесс может катализировать окисленный глутатион, также содержащий ди сульфидную группу.

Механизм активации ферментов на свету путем тиол-дисульфидного обмена не является единственным. Активность ферментов в этих условиях может уси ливаться аллостерическими эффекторами: АТФ и NАДРН - для рибулозо-1, 5 бисфосфат-карбоксилазы, ионами кальция - для NАД-киназы [61].

Свет может не только менять активность уже имеющихся ферментов, но и индуцировать их синтез, что показано для глицеральдегид-3 фосфатдегидрогеназы [454] и фосфоенолпируват-карбоксилазы [189].

Действие света на ферменты катаболиза, и в частности ферменты гликолиза, пентозофосфатного окислительного пути превращения соединений углерода, ферменты ЦТК, исследовано в меньшей степени [189, 14, 17, 161].

Изменение ферментативной активности под действием света зависит от ка чества последнего. Кроме того, механизмы контролирования активности раз личных ферментов светом одной и той же длины волны могут быть различны.

Так, синий свет способен оказывать прямое действие на активность фермента, за счет чего может повышаться активность гликолатоксидазы, глюкозооксидазы и др., или же изменять активность опосредованно, через изменение уровня суб стратов или эффекторов [380].

Восстановленная форма аскорбиновой кислоты на свету увеличивается [103]. Объяснение этого факта предполагает анализ активности ферментов, ее окисляющих: специфической оксидазы АК - аскорбатоксидазы и ферментных систем, которые опосредованно переводят АК в дегидроформу - полифенолок сидазы, пероксидазы и цитохромоксидазы. Однако действие света на эти фер менты исследовано крайне слабо.

Аскорбатоксидаза (КФ. 1.10.3.3) - глобулярный конъюгированный медьсо держащий белок. Медь в молекуле фермента находится в смешанном валентном состоянии: два атома - одновалентные, они не несут ферментативной функции;

шесть - двухвалентные, ответственные за оксидазную активность и голубую ок раску водного раствора очищенного фермента. В молекуле белка содержится различных аминокислот и гексозамин. Апофермент содержит 10 сульфгидриль ных групп. Предполагается, что каталитические функции осуществляются не только при обратимом изменении валентности меди, но и при обратимых струк турных изменениях белковой части молекулы фермента.

Аскорбатоксидаза катализирует реакцию окисления:

C6H8O6 + 1/2 О2 С6Н6О6 + Н2О.

АК ДАК Методом ЭПР-спектрометрии было показано возникновение свободных ра дикалов АК в этой реакции [452].

Активность фермента угнетается цианидом и диэтилдитиокарбаматом на трия, который, активно захватывая ионы меди, образует прочный фермент ингибиторный комплекс [134].

Аскорбатоксидаза обнаружена практически во всех хлорофиллоносных клетках. Она отсутствует в клубнях картофеля [326], в покоящихся семенах го роха, но при прорастании последних быстро появляется в осевой части побега и корня, где увеличивается и изоферментный состав оксидазы [418]. В гипокотиле маша активность аскорбатоксидазы снижается от апекса к нижним зонам [256].

Несколько изоформ аскорбатоксидазы обнаружено в тыкве, однако в семядолях и гипокотиле горчицы, освещенной дальним красным светом и находящейся в темноте, присутствует лишь одна изоформа фермента [345]. На клеточном уров не аскорбатоксидаза ассоциирована с клеточной стенкой и цитоплазмой [229].

В процессе роста и старения растений аскорбатоксидазная активность меня ется. При снижении интенсивности света за счет общей освещенности и удале нии УФ-излучения в растениях ячменя и девясила корнеглавого в онтогенезе активность аскорбактоксидазы понижается [157], что происходит и при созрева нии ягод черной смородины [141].

Неодинакова аскорбатоксидазная активность и в течение года: в хвое сосны с максимального уровня в весенние месяцы - в марте-апреле - она снижается до минимума в октябре, повторяя ритмический характер накопления АК [240].

Аналогичная закономерность выявлена у деревьев, теряющих на зиму листья (конский каштан) или хвою (лиственница), и вечнозеленых (ель) [258]. Наличие прямой корреляции между содержанием АК и активностью аскорбатоксидазы показано и для хлопчатника [3].

В работе М.М.Окунцова и А.Н. Плотниковой отмечено, что активность АО в растениях фасоли хорошо коррелирует с суточными ритмическими движениями листьев. В дневные часы, когда листья подняты, фермент находится в активном состоянии;

ночью, в темноте, в опущенных листьях окислительные ферменты переходят в неактивное состояние. Авторы полагают, что активность АО не за висит от непосредственного влияния света, а связана только с эндогенным су точным ритмом растения [99].

Как считает Н.Т.Бакарджиева [211], световой режим выращивания растений гороха незначительно влияет и на изоферментный состав АО, который в боль шей степени определяется наличием в средах выращивания определенного типа ионов. Так, показано, что ионы меди активировали синтез АО в темновых расте ниях.

В литературе имеются данные, указывающие на индукцию светом активно сти АО [17]. Особое значение в фотоактивации АО придается дальнему красно му свету, который значительно повышает активность фермента [364, 238, 196, 360]. Фитохром-зависимая репрессия и индукция ферментативного синтеза изу чена на горчице [364, 210]. Фитохром ускорял синтез АО в семядолях и гипоко тилях и не менял в корнях проростков. Причем активность АО, появившейся при фитохромной индукции, в гипокотиле была выше, чем в семядолях [26]. Фито хром, активируя скорость образования фермента, тем самым увеличивал сум марную активность АО [196].

В исследованиях по фитохромной регуляции синтеза АО показано, что у проростков горчицы определенное время активность фермента возрастает и в темноте, хотя в меньшей степени, чем на дальнем красном свету. Темновой и индуцированный светом фермент - один и тот же молекулярный тип [345]. Ав торы [360] считают, что появление АО в темноте и на свету - независимые явле ния. И можно только предполагать, что наряду с фотоактивацией синтеза АО в темноте имеет место субстратная стимуляция ферментативного синтеза, так как в прорастающих семенах появляется субстрат АО - аскорбиновая кислота.

Что же касается механизма фотоактивации аскорбатоксидазной активности, то, признавая факт стимуляции синтеза фермента дальним красным светом и связывая его с фитохромной регуляцией, стоит отметить, что действие света других спектральных участков на ферментативную активность АО совершенно не исследовано. Поэтому в опытах по изучению действия дальнего красного све та на активность фермента [364, 238, 196], где в качестве контроля использова лись растения, находящиеся в темноте, вероятно, стоило бы вводить и другой контроль - растения, освещающиеся полихроматическим светом.

Таким образом, учитывая немногочисленные и крайне противоречивые дан ные по действию света на активность АО, стоит отметить, что данный вопрос требует дальнейшего исследования, которое должно объяснить механизм свето вой регуляции активности АО, что в конечном итоге поможет определить усло вия, формирующие пул АК на свету.

Помимо прямого окисления АК специфической оксидазой - аскорбатоксида зой - возможно непрямое окисление при участии гемпротеида - пероксидазы.

Этот фермент способен окислять субстрат за счет кислорода перекиси водорода, а в отсутствии последней - за счет молекулярного кислорода. Предполагается, что обе функции фермента - пероксидазная и оксигеназная - локализованы в пределах одной субъединицы.

Биосинтез компонентов молекулы пероксидазы имеет различную локализа цию. Апопротеиновая часть синтезируется преимущественно на гранулярной эндоплазматической сети, гем - в митохондриях, гликозидная простетическая группа присоединяется к полипептиду в аппарате Гольджи [281]. В клетках ли стьев и кончиков корней целого ряда растений активность пероксидазы связана с клеточными оболочками, вакуолями, плазмодесмами, ламеллами [290], возмож но, и с особыми секреторными органеллами - пероксидазосомами [127].

Пероксидазы широко распространены среди растений. Наряду с классиче ской пероксидазой (КФ 1.11.1.7) известны НАД- и НАДФ-пероксидазы, перок сидаза жирных кислот, глутатионпероксидаза, цитохром-пероксидаза. Аскорбат пероксидаза окисляет АК до ДАК следующим образом [292]:

h 1) 2 Н2О + 2 НАДФ+ 2 НАДФН + 2 Н+ + О2;

2) 2 НАДФН + 2 Н+ + ГSSГ 4 ГSН + 2 НАДФ+;

3) 4ГSН + 2 ДАК 2 ГSSГ + 2 АК;

4) 2 АК + 2 H2O2 ДАК + 4 Н2О.

Пероксидаза АК встречается в хлоропластах и в цитозоле, но в митохондри альной и микросомальной фракциях отсутствует [429]. У хлореллы это основной фермент окисляющей АК, так как АК-аза у нее не обнаружена [403]. Молекула пероксидазы поглощает свет определенной длины волны;

так, пероксидаза хрена в растворе имеет поглощение при 645, 583 и 498 нм, а также наиболее выражен ное при 410-430 нм (линия Соре). После восстановления остаются линия Соре и поглощение при 594 и 586 нм. Взаимодействие с перекисью водорода ведет к образованию промежуточных компонентов (их четыре типа), которые обладают различными спектральными характеристиками [134].

Обладая собственным поглощением, молекула пероксидазы должна быть чувствительна к действию радиации. При светоимпульсном облучении семян растений меняются физиологические и биохимические параметры растений, они приобретают колебательный характер. Механизм обнаруженных колебательных процессов, как показал Б.Г. Явишев [190], связан с активностью пероксидазы, а кроме этого - с синхронными изменениями SН S = S перехода. Обнаружено обратимое смещение в спектре ЯМР трех линий S- и N-содержащих групп глу татиона.

Реакция на освещение пероксидазы различных видов растений, как показы вают литературные данные, неоднозначна. Активность фермента на свету резко уменьшалась в стеблевой части гибридных проростков пшеницы [226] и в моло дых проростках гороха, растущих при избытке Zn и Mn [212]. Замедление роста стебля гороха при освещении красным светом также сопровождалось падением активности пероксидазы [124]. В листьях риса, напротив, освещение после тем ноты вызывало подъем активности фермента, а в темноте она снижалась [373], так же, как и в листьях ячменя [399]. Имеются и другие данные о стимуляции активности пероксидазы белым светом [423].

Показана фитохромная регуляция активности пероксидазы кукурузы. Крас ный свет увеличивал активность фермента на 50-70% (5мин, 500 мкВт см-2 с-1), эффект красного света был обратим дальним красным светом. При продолжи тельном (24 часа) освещении дальним красным светом наблюдалась стимуляция активности пероксидазы за счет синтеза фермента [401].

Механизм действия красного света на пероксидазную активность представ ляется следующим образом: под действием красного света в растениях синтези руется флавоноид кемпферол, который в качестве монофенольного кофактора стимулирует ферментативную активность [254].

В работе [359] объясняется механизм фотоактивации пероксидазы инфра красным светом. Установлено, что при прямом освещении верхних листьев шпината в них активировались щелочные пероксидазы. Активность повышалась и в затемненных верхних листьях, если начинали освещать нижние листья;

ответ наблюдался через 1,5 минуты. Наблюдаемый эффект инфракрасного света, по мнению исследователей, связан с изменениями мембранного аппарата.

Коротковолновое УФ-облучение 254 нм вызывало повышение активности растворимой и связанной ионными силами пероксидазы в листьях фасоли [223].

Таким образом, наряду с изучением действия белого света на пероксидазную активность предпринимается исследование света более узких спектральных уча стков с попыткой объяснения механизма их действия. Что же касается других ферментов, участвующих в непрямом окислении АК, в частности полифенолок сидазы (КФ 1.10.3.1), то вопрос о действии света на ее активность практически не исследован, хотя изучение субклеточной локализации фермента показало его присутствие в хлоропластах [299, 337]. Полифенолоксидаза локализована в ти лакоидных мембранах хлоропластов и других пластид растений, но белок ее ко дируется ядерным геномом. Предполагается, что все пластиды содержат поли фенолоксидазу, активность которой с возрастом растений имеет тенденцию к увеличению [113], и хотя фермент относится к числу широко распространенных, функция его недостаточно ясна. Возможно, она связана с реакцией Мелера в хлоропластах и с созданием в них "кислородного буфера" [440].

Что касается цитихромоксидазы (КФ 1.9.3.1), которая наряду с полифено локсидазой участвует в непрямом окислении АК, то показана ее определенная реакция на освещение. В листьях пшеницы на свету (10 минут) значительно по вышался стационарный уровень восстановленной цитохромоксидазы, что связы вается с уменьшением на свету энергизации митохондрий и значительным уменьшением в них НАД+. В хорошо сопряженных митохондриях в темноте при стационарном уровне дыхания цитохромоксидаза находилась в более окислен ном состоянии [347].

Цитохромоксидаза присутствует в хлоропластах [134], в бесхлорофилльных тканях ее активность резко снижена. В связи с этим предполагается, что в аль биносных тканях доля участия в дыхании цитихромоксидазы снижается, а окис ление дыхательных субстратов осуществляется при участии иных ферментных систем [136]. По другим данным [419], активность цитохром-с-оксидазы зеле ных и неокрашенных листьев была близкой.

Таким образом, вопросы, касающиеся действия света на ферменты, окис ляющие АК, начинают привлекать внимание исследователей, но они еще далеки от окончательного решения. Изучение их является необходимым не только для выяснения условий и механизмов, формирующих пул АК на свету, но также и для решения более общих проблем взаимосвязи фотосинтеза и дыхания. В связи с этим в своей работе мы изучали действие полихроматического света на актив ность АО, пероксидазы, полифенолоксидазы и цитохромоксидазы, а для перок сидазы - и монохроматического синего, зеленого, красного света в проростках ячменя с различной пигментацией с тем, чтобы обсудить вопрос о возможных фоторецепторах светозависимых процессов, а в конечном итоге попытаться объ яснить механизм действия света на указанные ферменты [179].

Действие света на активность АО изучалось в опытах с 7-9-дневными зеле ными, этиолированными и альбиносными проростками ячменя, в которых опре делялась исходная активность фермента, уровень ее после суточного пребыва ния растений в темноте и последующего двухчасового освещения. Оказалось, что начальный уровень активности АО значительно отличается у проростков с различной пигментацией: минимальным он был у зеленых проростков, макси мальным - у альбиносных (табл. 27).

Таблица Влияние условий освещения на активность аскорбатоксидазы в 8-дневных проростках ячменя (интенсивность света 30 тыс. эрг см-2 с-1) Вариант опыта Активность аскорбатоксидазы в проростках в единицах падения оптической плотности, Д Зеленые Этиолированные Альбиносные 2,58 ± 0,18 3,65 ± 0,18 4,89 ± 0, Исходная активность 5,54 ± 0,10 3,55 ± 0,10 7,85 ± 0, 24 часа темноты 4,84 ± 0,12 4,65 ± 0,17 9,58 ± 0, + 2 часа света Выдерживание в темноте в течение 24 часов повысило активность фермента у зеленых растений более чем в два раза и в несколько меньшей степени (в 1, раза) у альбиносов. У этиолянтов, для которых условия освещения в данном ва рианте опыта не изменились, активность фермента осталась на прежнем уровне.

Последующее двухчасовое освещение проростков, предварительно выдержан ных в темноте, снизило активность АО у зеленых растений и стимулировало у проростков, лишенных зеленых пигментов.

- темнота - свет (30 тыс. эрг см-2 с-1) Рис. 21. Влияние условий освещения на активность аскорбатоксидазы в зеленых проростках ячменя Характер светозависимых изменений активности АО при более длительной (24 часа) световой экспозиции представлен на рис. 21-23. Опытные зеленые и альбиносные проростки перед освещением помещались в темноту на 24 часа;

этиолянты, напротив, затемнялись после освещения. Активность фермента оп ределялась через каждые 2 часа в течение первых 12 часов пребывания растений на свету или в темноте, а затем в конце 24-часовой экспозиции.

У зеленых растений (рис. 21), помещенных в темноту, резко возросла актив ность АО. Этот подъем продолжался в течение 4 часов, в последующие 4 часа активность фермента снижалась, значительно не доходя до исходного уровня.

Дальнейшее присутствие проростков в темноте (от 10 до 12 часов) стабилизиро вало активность фермента, и этот уровень сохранялся в следующие 12 часов.

После темновой экспозиции опытные растения сутки находились на свету. В течение первых 6 часов освещения активность фермента снизилась почти до ис ходного уровня и после небольшого подъема через 8 часов поддерживалась на одном уровне до конца опыта.

- темнота - свет (30 тыс. эрг см-2 с-1) Рис. 22. Влияние условий освещения на активность аскорбатоксидазы в этиолированных проростках ячменя В этиолированных проростках (рис. 22) в первые 2 часа освещения актив ность повысилась, но в оставшееся до конца световой экспозиции время была значительно ниже исходной. Последующее затемнение растений стимулировало фермент, и через 7 часов его активность достигала исходного значения. Подъем продолжался в течение 10 часов, однако в дальнейшем ферментативная актив ность стала снижаться и почти приблизилась к исходному уровню через 24 часа.

Следует отметить, что через два часа прозеленения этиолированных проростков их реакция на освещение стала такой же, как у зеленых растений: свет ингиби ровал активность АО, темнота - стимулировала.

Иной была реакция на освещение АО альбиносных проростков (рис. 23), у которых активность фермента повышалась не только в темноте, но еще в боль шей степени при освещении. Причем при смене условий освещения в первые 6- часов опыта отмечался резкий подъем активности фермента, в дальнейшем она стабилизировалась и поддерживалась на одном уровне до конца световой или темновой экспозиции.

- темнота - свет (30 тыс. эрг см-2 с-1) Рис. 23. Влияние условий освещения на активность аскорбатоксидазы в альбиносных проростках ячменя Таким образом, реакция на освещение АО проростков ячменя в значитель ном степени зависит от состояния пигментного аппарата анализируемых расте ний, а в конечном итоге, вероятно, от функционирования того или иного энерге тического процесса - фотосинтеза или дыхания.

Действие света на активность цитохромоксидазы исследовалось в опытах с 6-дневными проростками ячменя с различной пигментацией (рис. 24), у которых ферментативная активность определялась до и после 24-часовой темновой экс позиции. В темноте значительно повысилась активность цитохромоксидазы в зеленых проростках и в меньшей степени, но статистически достоверно, снизи лась в этиолированных и альбиносных. Реакция на 4-часовое освещение расте ний, предварительно находившихся сутки в темноте, была неоднозначной: в зе леных проростках на свету активность цитохромоксидазы резко снизилась, тогда как в этиолированных и альбиносных - возросла. Следует отметить, что во всех вариантах опыта уровень активности цитохромоксидазы оставался самым высо ким у альбиносов, самым низким - у зеленых растений.

- темнота - свет Рис. 24. Влияние условий освещения на активность цитохромоксидазы в зеленых (1), этиолированных (2) и альбиносных (3) проростках ячменя (в усл. единицах) Действие света на активность полифенолоксидазы представлено на рис. 25.

В зеленых, этиолированных и альбиносных проростках, находившихся сутки в темноте, активность фермента медленно нарастала. Включение света резко из менило скорость процесса, причем если у этиолированных и альбиносных про ростков активность полифенолоксидазы продолжала увеличиваться еще с боль шей скоростью, то у зеленых проростков она быстро снизилась.

- темнота - свет (30 тыс. эрг см-2 с-1) Рис. 25. Влияние условий освещения на активность полифенолоксидазы (Д, с/г) в зеленых (1), этиолированных (2) и альбиносных (3) проростках ячменя Более длительное 6-часовое освещение по-прежнему стимулировало поли фенолоксидазу у альбиносных и этиолированных проростков и только 24 часовая экспозиция несколько снизила скорость нарастания активности фермен та. Полифенолоксидаза зеленых проростков, снизившись почти до исходного уровня в первые два часа освещения, в дальнейшем медленно возрастала, но в конце освещения (24 часа) тем не менее была в два раза ниже, чем у альбинос ных проростков и почти в три раза меньше, чем у этиолянтов.

Таким образом, у зеленых проростков включение света после темноты инги бировало активность полифенолоксидазы, а у проростков, лишенных зеленых пигментов, - стимулировало.

Анализ изоферментов пероксидазы в полиакриламидном геле показал, что в альбиносных участках мутантных листьев ячменя активность одной из изоформ фермента была выше, чем в соответствующих участках зеленых листьев [182], в этиопластах выше, чем в хлоропластах [135]. В работе М.В. Гусева и др.[30] ука зывается, что при нарушении биосинтетических функций листа, в том числе свя занных с накоплением хлорофилла, число молекулярных форм пероксидазы и активность некоторых из них увеличиваются. В связи с этим нами проведено подробное исследование активности пероксидазы в различных зонах листьев зеленых, этиолированных и мутантных проростков (табл. 28). Оказалось, что активность фермента практически одинакова по всей длине этиолированных ли стьев, а у зеленых она максимальна в нижней части листа.

Таблица Пероксидазная активность различных зон зеленых, этиолированных и мутантных листьев ячменя (Д, с/г) Зона листа Зеленые листья Этиолированные Мутантные 14,00 ± 0,84 15,61 ± 0,61 21,60 ± 0, Верхняя 14,45 ± 0,85 16,04 ± 0,60 24,53 ± 0, Средняя 17,07 ± 0,41 16,91 ± 0,36 31,98 ± 1, Нижняя Наибольшая гетерогенность в распределении ферментативной активности обнаружена у мутантных листьев, для которых характерен и самый высокий уровень ее по всем зонам листа по сравнению с зелеными и этиолированными проростками. Прослеживается обратная зависимость в содержании зеленых пиг ментов и активности пероксидазы: наибольшая активность фермента выявлена в нижней альбиносной зоне мутантного листа, наименьшая - в верхнем пигменти рованном участке.

Влияние света на пероксидазную активность представлено на рис. 26. Зеле ные проростки сутки выдерживались в темноте, что приводило к снижению ак тивности фермента. Последующее освещение в течение 6 часов резко активиро вало пероксидазу. В дальнейшем стимуляция активности фермента прекраща лась, и в конце световой экспозиции через 24 часа она имела тенденцию к сни жению, хотя все еще оставалась выше, чем в темновом варианте.

Исследовано действие света различной интенсивности (4,4 и 30 тыс.

эрг см-2 с-1) на активность пероксидазы (рис. 27). Оказалось, что светозависи мая стимуляция активности фермента в зеленых проростках нарастает с увели чением интенсивности света.

Таким образом, показана положительная реакция пероксидазы зеленых про ростков на освещение, которая зависит от продолжительности и интенсивности действующего света.

Наряду с зелеными проростками изучалось действие света на активность пе роксидазы в этиолированных и альбиносных проростках (рис. 28), для которых также оказалась характерна светостимуляция активности фермента.

- темнота - свет (30 тыс. эрг см-2 с-1) Рис. 26. Влияние условий освещения на активность пероксидазы в зеленых проростках ячменя Рис. 27. Влияние различной интенсивности света (1 - 4,4 тыс. эрг см-2 с-1;

2 - 30 тыс. эрг см-2 с-1) на активность пероксидазы в зеленых проростках ячменя (в % к исходной активности - 100 %) - темнота - свет (4,4 тыс. эрг см-2 с-1) Рис. 28. Действие двухчасового освещения на активность пероксидазы в зеленых (А), этиолированных (Б) и альбиносных (В) проростках ячменя Для определения спектра поглощения возможного фоторецептора, ответст венного за светозависимую стимуляцию пероксидазной активности в проростках ячменя, исследовалось действие света различного спектрального состава на дан ный процесс (табл. 29). Реакция на освещение монохроматическим зеленым и синим светом была одинакова у всех типов листьев: зеленый свет повышал, а синий снижал активность фермента. Красный свет активировал пероксидазу только у этиолянтов, у других - снижал. Таким образом, световая стимуляция активности пероксидазы в зеленых, этиолированных и альбиносных листьях яч меня зависит от качественного состава действующего света.

Исследование действия света на активность ферментов, окисляющих АК, показало, что характер фотоответа зависел от состояния пигментного аппарата проростков ячменя: если у зеленых растений активность АО, полифенолоксида зы и цитохромоксидазы ингибировалась светом и активировалась в темноте, то у альбиносных проростков свет стимулировал активность ферментов. У этиолиро ванных растений реакция на освещение менялась в ходе прозеленения;

так, ас корбатоксидазная активность повышалась при переходе темнота - свет, но при продолжающемся освещении с появлением пигментов понижалась.

Вышеназванные ферменты являются медьсодержащими белками, которые в окисленной форме имеют интенсивное поглощение света в видимой области спектра 600 и 800 нм [90]. В связи с этим изменение активности АО, полифено локсидазы и цитохромоксидазы при освещении можно было бы рассматривать как результат посттрансляционной модификации молекулы фермента. Однако неоднозначная реакция на освещение активности ферментов у зеленых и бес хлорофилльных растений не подтверждает это предположение.

Таблица Действие света различного спектрального состава на активность пероксидазы (Д, с/г) в листьях ячменя (экспозиция 2 ч;

интенсивность света 4,4 тыс. эрг см-2 с-1) № Условия опыта Зеленые Этиолированные Альбиносные опыта 15,04 ± 0,40 9,42 ± 0,12 27,26 ± 1, 1 В темноте На красном свету 11,82 ± 0,46 11,93 ± 0,13 19,41 ± 1, (620-740 нм) 16,45 ± 0,15 14,40 ± 0,36 33,50 ± 1, На белом свету 9,92 ± 0,21 16,31 ± 0,22 28,99 ± 0, 2 В темноте На синем свету 13,07 ± 0,32 23,97 ± 0, (440-520 нм) 9,01 - 0, 15,51 ± 0,23 19,50 ± 0,36 23,26 ± 0, 3 В темноте На зеленом свету 17,72 ± 0,19 20,24 ± 0,32 26,94 ± 1, (480-600 нм) На свету в зеленых и альбиносных проростках ячменя увеличивается содер жание восстановленной формы АК [181], у альбиносов возрастает скорость об разования свободных фенольных соединений [121]. Таким образом, на свету при возрастании количества соответствующих субстратов активность АО и полифе нолоксидазы снижается. Следовательно, и механизм субстратной активации ферментов не объясняет изменения их активности в связи с освещением.

АО, полифенолоксидаза и цитохромоксидаза - дыхательные ферменты, в ча стности, они являются компонентами дыхательной цепи хлоропластов. Учиты вая гипотезу о взаимозаменяемости энергетических процессов - фотосинтеза и дыхания [143], можно полагать, что на свету, когда в ассимилирующих клетках включается фотосинтез, конкуренция за энергетические кофакторы приводит к снижению дыхания. Следствием этого является понижение активности дыха тельных ферментов. В нефотосинтезирующих и слабо пигментированных клет ках в отсутствии конкуренции за аденилаты усиливается дыхание [330]. Это по казано и для альбиносных листьев ячменя (рис. 29). Поэтому в этиолированных и альбиносных растениях в противоположность зеленым на свету активность АО, полифенолоксидазы и цитохромоксидазы не снижается, а даже возрастает.

Последнее может быть следствием возрастающих на свету энергетических трат, связанных со светозависимыми синтезами.

Как показано для анализируемых мутантных проростков ячменя, на свету в альбиносной ткани стимулируется гликолиз, окислительный пентозофосфатный цикл и цикл Кребса [80]. Следовательно, учитывая полученные нами данные по активации светом АО, полифенолоксидазы и цитохромоксидазы альбиносных и этиолированных проростков ячменя, можно говорить о стимуляции светом не только дыхательной цепи переноса водорода, включающей цитохромы, но и аль тернативных путей, включающих полифенолоксидазу и АО. Последняя у неко торых растений может обеспечить транспорт всего сжигаемого при дыхании во дорода [49].

Рис. 29. Дыхание зеленых (А) и альбиносных (Б) участков листа ячменя в % к контролю (контроль - 100 %) Таким образом, светозависимое изменение активности АО, полифенолокси дазы и цитохромоксидазы в зеленых, этиолированных и альбиносных пророст ках ячменя происходит не путем непосредственного воздействия света на моле кулу фермента, а, скорее всего, опосредованно, через изменение интенсивности дыхательного процесса, в котором задействованы указанные оксидазы.

Из исследованных нами ферментов, окисляющих АК, в зеленых проростках только пероксидаза активировалась светом. Этот фермент является гемпротеи дом, поглощающим свет в нескольких областях спектра. Так, пероксидаза хрена поглощает свет с длиной волны 410-430, 498, 583, 645 нм. Проведенное нами исследование действия света различного спектрального состава на пероксидаз ную активность показало, что зеленый свет (480-600 нм) повышал, а синий (440 520 нм) снижал активность фермента;

красный свет (620-740 нм) активировал пероксидазу только у этиолированных проростков. Учитывая спектр поглоще ния молекулы пероксидазы, можно предположить, что непосредственным ак цептором света в светозависимом изменении ее активности может выступать сама молекула фермента, тонкая регуляция активности которой осуществляется светом определенного спектрального состава.

Действие света на активность пероксидазы, вероятно, не связано с изменени ем скорости синтеза фермента, так как нами показано ингибирование активности пероксидазы синим светом, способствующим преимущественному накоплению белков [215]. Синий свет может оказывать прямое действие на ферменты и не прямое - через изменение уровня субстратов и эффекторов [380]. При длитель ном освещении растений увеличивается чувствительность некоторых клеточных процессов к Фдк и синий свет может оказывать специфическое действие на опо средованный фитохромом синтез ферментов - через модуляцию фитохромом экспрессии генома [353].


Одновременный анализ ферментов, окисляющих АК, в зеленых, этиолиро ванных и альбиносных проростках ячменя показал, что максимальный их уро вень был у депигментированных проростков. Этот факт находит подтверждение в работах по исследованию полифенолоксидазы бесцветной ткани листьев хло рофитума [137], мутантных растений ячменя [235], и только у альбиносных про ростков кукурузы цитохромоксидазная активность резко снижалась [136]. Хотя у других С4-растений активность цитохром-с-оксидазы была близкой в зеленых и неокрашенных участках пестрых листьев [419]. Наличие пероксидазной, по лифенолоксидазной, цитохромоксидазной и АО активности у альбиносных про ростков, полученных нами при ингибировании 30S-субъединиц 70S-рибосом, дает основание связывать синтез исследованных ферментов с 80S-рибосомами цитоплазмы.

Таким образом, реакция на освещение ферментов, окисляющих АК, неодно значна и зависит от функциональной активности фотосинтетического аппарата:

у зеленых проростков ячменя активность АО, полифенолоксидазы и цитохро моксидазы снижается на свету, активность пероксидазы возрастает. В альбинос ных и этиолированных тканях листа свет активирует все исследованные фер менты. Следовательно, можно считать, что одной из причин возрастания пула АК у зеленых проростков на свету является ингибирование светом большинства ферментов, ее окисляющих.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ Аскорбиновая кислота выполняет важные функции в жизни растений и че ловека, при этом участие витамина С в метаболизме гетеротрофных организмов более конкретизировано. Что же касается автотрофов, продуцирующих АК, то у них еще нуждается в уточнении и функция данного соединения, и пути его но вообразования.

В настоящее время не вызывает сомнения тот факт, что одним из важнейших условий, определяющих биосинтез АК у растений, является свет. В сухих семе нах АК отсутствует, при их прорастании даже в темноте в проростках синтези руется АК, но, вероятно, за счет предшественников, запасаемых в семени. В зе леных же растениях АК накапливается преимущественно на свету, поэтому оп равдано было связывать ее биосинтез с фотосинтезом. Однако исследование действия света различного спектрального состава на биосинтез АК показало, что спектры действия фотосинтеза и биосинтеза АК в отдельных областях не совпа дают. В частности, показана высокая активность желто-зеленого света в процес се образования АК. Отсутствует положительная корреляция в содержании фото синтетических пигментов и способности растений накапливать АК. Кроме этого, светозависимый синтез АК был обнаружен у экспериментально полученных альбиносных проростков ячменя. Все сказанное дает основание говорить об от сутствии прямой связи между фотосинтезом и биосинтезом АК, хотя полностью отрицать наличие контактов между этими процессами нельзя, так как углевод ный субстрат для новообразования АК дает фотосинтез.

Экспериментально показано наличие связи между светозависимым биосин тезом АК и дыхательным процессом в целом, а также с отдельными его этапами:

гликолизом и ЦТК, особенно с последним. При активации ЦТК интермедиатами цикла (янтарной, -кетоглутаровой кислотой) и при его ингибировании соответ ственно менялось и накопление АК. Исследование субклеточной локализации АК в связи с освещением выявило активное накопление АК во фракции, вклю чающей митохондрии, что также указывает на связь биосинтеза АК с органои дами дыхания, хотя ингибирование хлоропластных, митохондриальных и цито плазматических рибосом показало, что биосинтез АК в большей степени зависит от функционирования цитоплазматических 80S-рибосом, чем от митохондри альных и хлоропластных.

Наблюдаемое светозависимое накопление АК в растениях, вероятно, нельзя связать с каким-либо одним процессом: фотосинтезом или дыханием, как это делалось раньше. Уже сейчас видно, что существует несколько процессов, кото рые будут определять накопление АК на свету, и эти процессы могут быть свя заны с фотосинтезом или с дыханием, для которого в последние годы показано наличие реакций, активируемых светом.

Пул АК в растениях определяется одновременно идущими процессами био синтеза и использованием АК во многих процессах, в том числе и связанных с обоими энергодающими процессами - фотосинтезом и дыханием. Так, показано, что уровень АК на свету, с одной стороны, зависит от функционального состоя ния пластоцианина и Р700. С другой стороны, он зависит от активности дыха тельных ферментов - ферментов, окисляющих АК: аскорбатоксидазы, полифе нолоксидазы, цитохромоксидазы и пероксидазы. Три первых фермента у зеле ных проростков ингибируются светом, пероксидаза - активируется. У дефицит ных по зеленым пигментам и альбиносных проростков свет активирует все вы шеуказанные ферменты, поэтому одним из факторов, определяющих светозави симое накопление АК у нормально пигментированных растений, является инги бирование светом большинства ферментов, ее окисляющих.

Говоря о действии света на биосинтез АК, нужно иметь в виду не только опосредованное его влияние через фотосинтез, дающий субстрат для образова ния АК, но и непосредственное его действие в процессе образования молекулы АК из глюкозы или галактозы. Одной из таких реакций может быть фотовосста новление предшественника АК [343] или активирование светом l-гулоно- лактон дегидрогеназы, катализирующей последнюю ступень биосинтеза АК и являющейся флавинсодержащим ферментом.

Фонд АК в растениях на свету может пополняться не только за счет новооб разования АК, но и путем фотовосстановления ДАК в АК в хлоропластах. Оста ется неясным, возможно ли восстановление ДАК за счет восстановителя, обра зующегося в процессе окислительного фосфорилирования. Следовательно, уро вень АК в растениях будет зависеть от направленности процессов в системе АКДАК. В связи с этим, характеризуя содержание АК в растениях, и особенно метаболизм данного соединения, необходимо одновременно анализировать со держание не только АК и ДАК, но и ДКГК, образующейся при необратимой трансформации ДАК в результате разрыва ее лактонового кольца. ДКГК расте ний практически не исследована, хотя это соединение начинает привлекать к себе внимание благодаря выявленному противоопухолевому его действию [450].

Таким образом, содержание АК в растениях определяется многими одновре менно идущими процессами (рис. 30), и регуляция ее накопления требует согла сованной их работы. Это имеет место не только при нормальном функциониро вании растений, но и в стрессовых условиях, которые обычно сопровождаются усилением биосинтеза и использования АК. Познание регуляторных механизмов обменных процессов вообще, и в частности регуляции биосинтеза физиологиче ски активных соединений, таких, как АК, является актуальным для физиологии растений в связи с перспективой биотехнологического использования расти тельных объектов с целью получения важных для народного хозяйства метабо литов.

Фотосинтез Пероксидаза НАДФН · Н+ Глюкоза Цитохром Биосинтез АК оксидаза Полифенол -кето- оксидаза глуторат Аскорбат оксидаза НАДФН · Н+ Пул АК ДАК ДКГК Изоцит- Орг.

рат к-ты Пируват Фотовосстанов ление в хлоро ЦТК Гликолиз пластах Г-SH НАДФ · Н+ ОПФП ГS-SГ Рис. 30. Процессы, формтирующие пул АК в зеленых проростках ячменя, активируемые ( ) и ингибируемые ( ) светом Условные обозначения:

Г-SH - глютатион восстановленный;

ГS-SГ - глютатион окисленный;

Орг. к-ты - органические кислоты: янтарная и -кетоглутаровая БИБЛИОГРАФИЧЕСКИЙ СПИСОК 1. Аксенова О.Ф. // Уч. зап. Томского ун-та. 1960. № 36. С. 219-228.

2. Алиева З.Н. // Уч. зап. Азербайджанского ун-та. 1973. № 4. С. 71-75.

3. Алиева З.Н. // Уч. зап. Азербайджанского ун-та. Сер. биол. наук. 1975. № 2. С.62 65.

4. Андрейчева М., Байлов Д. // Изв. Ин-та растениевъдства Бълг. АН. 1959. Кн. 8. С.

79-87.

5. Астафурова Т.П., Верхотурова Г.С., Волкова О.В. и др. Вопросы взаимосвязи фотосинтеза и дыхания / Отв. ред. В.Л. Вознесенский. Томск, 1988. С. 30-36.

6. Бабаян Р.С., Геворкян А.М., Айрапетян Р.Б. и др. // Физиология растений. 1975.

Т. 22. № 3. С. 484-489.

7. Бил. Д., Ноулз Д. Внеядерная наследственность. М.: Мир, 1981. 168 с.

8. Бохински Р. Современные воззрения в биохимии. М., 1987. 543 с.

9. Букин В.Н. // Биохимия витаминов. М., 1982. С. 107.

10. Бунаков В.А. // Биол. науки. 1960. № 2. С. 144-147.

11. Бухов Н.Г., Воскресенская Н.П. // Физиология растений. 1986. № 4. Т. 33. С.692 698.

12. Верхотурова Г.С. // Труды НИИ биологии и биофизики при Томском ун-те.

1977. № 8. С. 134-139.

13. Верхотурова Г.С., Астафурова Т.Н. // Вопросы биологии. Томск, 1978. С. 77-82.

14. Верхотурова Г.С., Астафурова Т.П. // Физиология растений. 1983. Т. 30. № 3.

С.580.

15. Верхотурова Г.С., Астафурова Т.П., Дудина Е.В. // Фотосинтез и продуктив ность растений / Отв. ред. В.Л. Вознесенский. Томск, 1987. С. 39-44.

16. Верхотурова Г.С., Астафурова Т.П., Кудинова Л.И. // Вопросы взаимосвязи фотосинтеза и дыхания / Отв. ред. В.Л. Вознесенский. Томск, 1988. С. 19-29.

17. Верхотурова Г.С., Кудинова Л.И., Астафурова Т.П. // Физиология растений.

1987. Т. 33. № 2. С. 261-265.

18. Воскресенская Н.П. // Тр. Ин-та физиологии растений АН СССР. 1953. Т. 8.

№ 1. С. 42-55.

19. Воскресенская Н.П. Фотосинтез и спектральный состав света. М.: Наука, 1965.

311 с.

20. Воскресенская Н.П. // Фоторегуляция метаболизма и морфогенеза растений / Отв. ред. А.Л. Курсанов, Н.П. Воскресенская. М., 1975. С. 16-36.

21. Воскресенская Н.П., Мажуль М.М. // Физиология растений. 1976. Т. 23. № 3.


С.483-489.

22. Врублевская К.Г. // Уч. зап. Томского ун-та. 1962. № 44. С. 199-207.

23. Гавриленко В.Ф., Ладыгина М.Е., Хандобина Л.М. Большой практикум по фи зиологии растений. М.: Высшая школа, 1975. 392 с.

24. Гапоненко В.И., Николаева Г.Н., Куперман Н.И. // Ботаника. Исследования.

1982. №24. С. 176-183.

25. Гордон Л.Х., Голубев А.И. // Физиология растений. 1976. Т. 23. № 1. С. 107-110.

26. Гофман Э. Динамическая биохимия. М.: Медицина, 1971. 311 с.

27. Гродзинский А.М. // Укр. ботанiчний журн. 1973. Т. 30. № 1. С. 28-35.

28. Гудвин Т., Мерсер Э. Введение в биохимию растений: В 2 т. М.: Мир, 1986.

Т. 1. 392 с.

29. Гуликова О.М., Зайцева Г.Н. // Успехи современной биологии. 1984. Т. 97. № 2.

С. 208-224.

30. Гусев М.В., Карташова Е.Р., Руденская Г.Н. и др. // Тезисы Междунар. симпоз.

"Регуляция метаболизма первичных и вторичных продуктов фотосинтеза". Пущино, 1983. С. 65-66.

31. Гэйл Э., Кандлифф Э., Рейнолдс П. и др. Молекулярные основы действия анти биотиков. М.: Мир, 1975. 500 с.

32. Девятнин В.А. // Биохимия. 1950. Т. 15. № 4. С. 323-329.

33. Девятнин В.А. // Тр. Всесоюз. науч.-исслед. витаминного ин-та. 1953. № 4.

С.128-131.

34. Девятлин В.А. // Тр. Ботан. ин-та АН СССР. 1959. Сер. 6. Вып. 7. С. 345-360.

35. Джеймс В. Дыхание растений. М. Изд-во ИЛ, 1956. 439 с.

36. Дымарский А.А. // Сб. тр. Харьковского вет. ин-та. 1958. № 23. С. 147-150.

37. Дымарский А.А., Артюх Е.И. // Ветеринария. 1958. № 8. С. 77-78.

38. Евстигнеев В.Б., Гаврилова В.А. // Докл. АН СССР. 1971. Т. 200. № 3. С. 725 728.

39. Егоров А.Д. Витамин С и каротин в растительности Якутии. Якутск, 1954.

248 с.

40. Зайцева Т.А., Врублевская К.Г., Шапиро Т.Е. и др. // Физиолого-биохимическо го механизмы регуляции адаптационных реакций растений и агрофитоценозов: Мат-лы Всесоюз. симп. Кишинев, 1984. С. 133-134.

41. Захарова Н.М., Шубин В.В., Бухов Н.Г. и др. // Биофизика. 1982. Т. 27. № 4.

С. 572-577.

42. Землянухин А.А. // Бюл. общ-ва естествоиспыт. при Воронежском ун-те. 1955.

№ 9. С. 19-22.

43. Землянухин А.А. // Физиология растений. 1956. Т. 3. № 4. С. 313-319.

44. Землянухнн А.А. // Физиология растений. 1964. Т. 11. № 6. С. 1047-1055.

45. Землянухин А.А. Регуляторы роста растений. Воронеж, 1964. С. 104-118.

46. Землянухин А.А. Физиологическая роль аскорбиновой кислоты и кислот три карбонового цикла в растениях: Дисс... д-ра биолог. наук. Воронеж, 1964. 501 с.

47. Зёдинг Г. Ростовые вещества растений. М., 1955. 388 с.

48. Золотухин И.Г., Лисовский Г.М., Баянова Ю.И. // Физиология и биохимия куль турных растений. 1979. Т. 11. № 2. С. 141-146.

49. Зубкова Е.К., Филиппова Л.А., Мамушина Н.С., Чупахина Г.Н. // Физиология растений. 1988. Т. 35. Вып. 2. С. 254-259.

50. Иванов Б.Н., Шмелева В.Л., Пигулевская Т.К. // Физиология растений. 1984. Т.

31. № 2. С. 273-280.

51. Канивец Н.П., Волкова Н.В., Василёнок Л.И. и др. // Докл. АН УССР. 1980. Б.

№ 8. С. 37-39.

52. Карабанов Ю.В. // Тр. Житомирской науч.-исслед. селекц. ст. хмелеводства.

1959. Вып. 6. С. 211-215.

53. Карначук Р.А. // Физиология растений. 1987. Т. 34. № 4. С. 765-773.

54. Карначук Р.А., Постовалова В.М. // Всесоюз. совещ.: “Энергетика, метаболиче ские пути и их регуляция в фотосинтезе”. Тез. докл. Пущино, 1981. С. 24-25.

55. Карначук Р.А., Протасова Н.Н., Добровольский М.В. и др. // Физиология расте ний. 1987. Т. 34. № 1. С. 51-59.

56. Карпилов Ю.С., Керимов С.Х., Новицкая И.Л. и др. // Физиология и биохимия культурных растений. 1978. Т. 10. № 5. С. 499-506.

57. Карпилов Ю.С., Опарина Л.А., Кузнецова Л.Г. и др. // Физиология и биохимия культурных растений. 1977. Т. 9. № 1. С. 93-99.

58. Колек Ю., Овчаров К.Е. Физиология растений. 1963. Т. 10. № 1. С. 84-89.

59. Колесников П.А., Эйнор Л.О. // Биохимия. 1964. Т. 29. № 3. С. 402-407.

60. Колотилова А.И., Глушанков Е.П. Витамины. Химия, биохимия и физиологиче ская роль. Л., 1976. 247 с.

61. Коэн Ф. Регуляция ферментативной активности. М., 1986. 144 с.

62. Красновский А.А. // Докл. АН СССР. 1950. Т. 73. № 6. С.1239-1242.

63. Красновский А.А. // Докл. АН СССР. 1955. Т. 103. № 2. С.283-286.

64. Красновский А.А. // Фоторегуляция метаболизма и морфогенеза растений / Отв.

ред. А.А. Курсанов, Н.П. Воскресенская. М., 1975. С. 5-15.

65. Красновский А.А., Войновская К.К. // Биофизика. 1956. Т. 1. № 2. С. 120-126.

66. Красновский А.А., Умрихина А.В. // Докл. АН СССР. 1958. Т. 122. № 6. С.1061 1064.

67. Красинский Н.П., Валутина В.А., Пряхина-Конькова Е.А. и др. // Физиология растений. 1955. Т. 2. № 1. С. 62-69.

68. Кротов Е.Г. // Тр. Одесского технолог. ин-та пищевой и холодильной промыш ленности. 1955. № 6. С. 89-97.

69. Кудряшов Б.А. Биологические основы учения о витаминах. М.: Советская нау ка, 1948. 543 с.

70. Кузнецова-Зарудная Т.Н. // Проблема витаминов. Л., 1937. № 2. С. 57-80.

71. Лемеза Н.А. // Вестник Белорусского университета. 1981. Т. 2. № 1. С. 48-52.

72. Лемпицкий Л.П., Александрова Н.М. // Флористические исследования и зеленое строительство на Кольском полуострове. Апатиты, 1975. С. 124-129.

73. Ленинджер А. Биохимия. М.: Мир, 1974. 957 с.

74. Ленинджер А. Основы биохимии. М.: Мир, 1985. Т. 2. 731 с.

75. Лимарь Р.С., Сахарова О.В. // Методы комплексного изучения фотосинтеза / Отв. ред. О.Д. Быков. Л., 1973. Вып. 2. С. 260-267.

76. Липсиц Д.В. // Биохимия. 1958. Т. 23. № 4. С. 592-600.

77. Львов С.Д., Гуцевич Г.К., Пантелеев А.Н. // Уч. зап. Ленинградского ун-та. Сер.

биол. наук. 1945. № 75. Вып. 15. С. 48-79.

78. Мазурова Т.А. // Вестн. Ленинградского ун-та. 1973. № 21. С.89-94.

79. Малиновская Г.А. // Фотосинтез и продуктивность растений / Отв. ред.

М.М. Окунцов. Калининград, 1987. С. 49-52.

80. Мамушина Н.С., Филиппова Л.А., Зубкова Е.К. // Вопросы взаимосвязи фото синтеза и дыхания / Отв. ред. В.Л. Вознесенский. Томск, 1988. С. 5-18.

81. Мартынова Т.Б., Максютова Н.Н., Тарчесский И.А. и др. // Физиология и био химия культурных растений. 1985. Т. 17. № 6. С. 539-543.

82. Меркис А.И. // Тр. АН Лит. ССР. 1959. Т. Б 3. № 19. С. 123-142.

83. Механик Ф.Я. // Ботанический журнал. 1952. № 1. С. 71-74.

84. Мецлер Д. Биохимия. М.: Мир, 1980. Т. 2. 606 с.

85. Мецлер Д. Биохимия. М.: Мир, 1980. Т. 3. 488 с.

86. Митев И.П., Белева-Стайкова Р. // I, II. Съобщ. Сб. тр. Висш. мед. ин-т. Плов див, 1958-1959. № 12. С. 81-88.

87. Могилева Г.А., Сахарова О.В., Зеленский М.И. // Труды по прикладной ботани ке, генетике и селекции. 1978. Т. 61. № 3. С. 111-118.

88. Моисеева М.Н. // Ботанический журн. 1961. Т. 46. № 9. С. 1339-1342.

89. Мор Г. // Теоретические основы фотосинтетической продуктивности / Отв. ред.

А.А. Ничипорович. М., 1972. С. 323-343.

90. Мутускин А.А. // Известия АН СССР. Сер. биологич. 1970. № 5. С. 698.

91. Нечаева Е.П. // Уч. зап. Пермского пед. ин-та. 1974. № 124. С. 19-25.

92. Ничипорович А.А. // Тр. V Междунар. биохимического конгресса. Симпозиум VI. М., 1962. С. 21-28.

93. Новак В.А., Миклашевич А.И. // Изв. АН СССР. Сер. биологич. 1985. № 6.

С.944-948.

94. Норбаев Н. // Радиобиология. 1975. № 3. С. 467-469.

95. Овчаров К.Е. Роль витаминов в жизни растений. М.: Изд-во АН СССР, 1958.

286 с.

96. Овчаров К.Е. Витамины растений. М.: Колос, 1969. 328 с.

97. Окунцов М.М., Верхотурова Г.С. // Биологические науки. 1971. № 10. С. 76-81.

98. Окунцов М.М., Котлярова Г.Н. // Вопросы фотосинтеза / Отв. ред. М.М. Окун цов. Томск, 1964. Вып. 1. С. 34-68.

99. Окунцов М.М., Плотникова А.Н. // Вопросы фотосинтеза / Отв. ред. М.М.

Окунцов. Томск, 1970. № 2. С. 218-224.

100. Окунцов М.М., Фролова Н.М. // Вопросы фотосинтеза / Отв. ред. М.М. Окун цов. Томск, 1964. Вып. 1. С. 5-33.

101. Окунцов М.М., Чупахина Г.Н. // Информ. бюл. СО АН СССР. Иркутск. 1968.

Вып. 3. С. 97-98.

102. Окунцов М.М., Чупахина Г.Н. // Вопросы фотосинтеза / Отв. ред. М.М. Окун цов. Томск. 1970. № 2. С 96-110.

103. Окунцов М.М., Чупахина Г.Н. // Биологические науки, 1970. № 7. С. 88-94.

104. Окунцов М.М., Чупахина Г.Н. // Биологические науки. 1972. № 10. С. 74-77.

105. Окунцов М.М., Чупахина Г.Н. // Специальный практикум по биохимии и фи зиологии растений. Калининград, 1981. С. 11-14.

106. Окунцов М.М., Карначук Р.А., Фролова Н.М. // Биологические науки. 1971.

№4. С. 78-82.

107. Окунцов М.М., Чупахина Г.Н., Дубовик Е.Е. // Вопросы фотосинтеза. / Отв.

ред. М.М. Окунцов. Томск, 1970. Вып. 2. С. 111-123.

108. Окунцов М.М., Роньжина О.А., Симонова Е.И. и др. Физиология питания, рос та и устойчивости растений // Труды 1 конф. физиологов и биохимиков растений Сиби ри и Дальнего Востока. М., 1963. С. 99-103.

109. Окунцов М.М., Роньжина О.А., Симонова Е.И., Чупахина Г.Н. // Вопросы фо тосинтеза / Отв. ред. М.М. Окунцов. Томск, 1970. № 2. С. 124-136.

110. Окунцов М.М., Чупахина Г.Н., Старченко Г.Ф. и др. // Биологические науки.

1974. № 5. С. 81-86.

111. Парибок Т.А. // Сб. трудов по агрономической физике. М., 1962. № 2. С. 137 144.

112. Пересыпкин В.Ф., Кирин Н.Н., Кошевский И.И. // Вестник сельскохозяйствен ной науки. 1977. № 8. С. 25-31.

113. Петроченко Е.И., Колесников П.А. // Биохимия. 1961. Т. 26. № 4. С. 701-707.

114. Петрухин Ю.А., Степанова С.П. // Биологические науки. 1979. Т. 185. № 5.

С.89-91.

115. Поволоцкая К.Л. // Проблемы витаминов. 1937. Вып. 2. С. 29-57.

116. Полинг Л. Витамин С и здоровье. М., 1974. 80 с.

117. Полищук Л.К. // Вiсник Київськ. ун-ту. Сер. биол. 1962. Т.5. № 1. С. 33-41.

118. Полищук Л.К. // Физиология и биохимия культурных растений. 1970. Т. 2. №5.

С.198-203.

119. Пономарева В.С. // Бюл. Гл. ботан. сада АН СССР. 1965. Вып. 59. С. 48-53.

120. Постовалова В.М., Карначук Р.А., Прохорова Е.В. // Физиология растений.

1984. Т. 31. № 4. С. 752-757.

121. Прохорчик Р.А., Чупахина Г.Н. // Тезисы докладов пятого Всесоюзного сим позиума по фенольным соединениям. Таллин, 1987. С. 120.

122. Проценко Д.Ф. // Рост и устойчивость растений. 1967. № 3. С. 215-222.

123. Рабинович Е. Фотосинтез. Т. 2. М., 1953. 652 с.

124. Ракитина Т.Я. // Доклады АН СССР. 1987, Т. 292. № 4. С. 1020-1024.

125. Рахманкулова 3.Ф. // Тр. 17 научн. конф. молодых ученых биол. фак. МГУ "Проблемы современной биологии". М., 1986. С. 66.

126. Рзаев Н.Д. // Тр. Азерб. науч.-исслед. ин-та земледелия. 1966. Т. 13. С. 279-285.

127. Роговин В.В., Муравьев Р.А., Акимов Б.С. и др. // Физиология раст. 1987. Т.34.

№6. С. 1181-1186.

128. Рожковский А.Д., Бухов Н.Т., Воскресенская Н.П. // Физиология растений.

1985. Т. 32. № 6. С. 1046-1054.

129. Романова А.К. Биохимические методы изучения автотрофии у микроорганиз мов. М., 1980. 159 с.

130. Рощина В.В. // Биохимия. 1979. Т. 44. № 3. С. 477-481.

131. Рощина В.В., Акулова Е.А. // Физиология растений. 1975. Т. 22. № 3. С. 471 478.

132. Рощина В.В., Мутускин А.А. // Успехи биологической химии. М., 1983. Т. 24.

С. 214-232.

133. Рубин Б.А., Гавриленко В.Ф. Биохимия и физиология фотосинтеза. М.: Изд-во Моск. ун-та, 1977. 326 с.

134. Рубин Б.А., Ладыгина М.Е. Физиология и биохимия дыхания растений. М.:

Изд-во Моск. ун-та, 1974. 512 с.

135. Рубин Б.А., Воронков Л.А., Живописцева И.В. // Докл. АН СССР. 1970. Т.190.

№ 6. С. 1483-1485.

136. Рубин Б.А., Чернавина И.А., Кренделева Т.Е. // Докл. АН СССР. 1962. Т. 147.

№ 1. С. 240-243.

137. Рубин Б.А., Чернавина И.А., Кренделева Т.Е. // Физиология растений. 1965.

Т.12. Вып. 2. С. 204-209.

138. Рубин Б.А., Арциховская Е.В., Спиридонова Н.С. и др. // Биохимия. 1939. Т. 4.

№ 3. С. 260-268.

139. Рубцова М.С., Кузнецова Т.Н. // Тр. Горьковского сельскохозяйственного ин та. 1976. Т. 91. С. 30-47.

140. Садыков А.С., Гусева Д.М. // Докл. АН УзССР. 1954. № 3. С. 31-34.

141. Самородова-Бианки Г.Б. // Физиология растений. 1965. Т. 12. № 2. С. 210-215.

142. Семененко Т.Н. // Биологические науки. 1962. № 4. С. 124-128.

143. Семихатова О.А., Заленский О.В. Физиология фотосинтеза. М.: Наука, 1982. С.

130-145.

144. Сергеев Л.И., Загидуллина Л.Н. // Витаминные растительные ресурсы и их ис пользование. М.: Изд-во Моск. ун-та, 1977. С. 348-350.

145. Сидоренко I.Д. // Наук. працi. Кам'янець-Подiльськ. с лiськогоспод. iн-т. 1961.

№ 4. С. 12-18.

146. Симонова Е.И. // Физиология растений. 1987. Т. 34. № 4. С.758-764.

147. Скофенко А.О. // Наук. зап. Киёвськ. ун-та. 1957. Т. 16. № 1. С. 165-174.

148. Смирнов А.М., Овчаров К.Е. // Физиология растений. 1960. Т. 7. № 2. С. 240 242.

149. Соболева Г.А., Бокучава М.А. // Успехи биологической химии. 1978. Т. 19.

С.209-225.

150. Солдатенков С.В. Биохимия органических кислот растений. Л.: Изд-во Ле нингр. ун-та, 1971. 142 с.

151. Спиридонова Н.С. // Физиология растений. 1965. Т. 12. № 2. С. 340-341.

152. Спиридонова Н.С. Аскорбиновая кислота в растениях. Свердловск: Средне Уральское книжное изд-во, 1968. 80 с.

153. Старцева А.В., Васильева В.Н. // Физиология водообмена и устойчивости раст.

Казань, 1972. Вып. 2. С. 74-78.

154. Степанова Ф.П., Самородова-Бианки Г.Б. // Тр. по прикладной ботанике, гене тике и селекции. 1981. Т. 70. № 3. С. 94-101.

155. Сэджер Р. Цитоплазматические гены и органеллы. М., 1975. 423 с.

156. Теренин А.Н. Фотохимия красителей и родственных органических соедине ний. М.;

Л.: Изд-во АН СССР, 1947. 350 с.

157. Толибеков Д.Т. // 4 конф. биохимиков респ. Сред. Азии и Казахстана: Тез.

докл. Ашхабад, 1986. С. 307-309.

158. Труфанов А.В. Биохимия в физиология витаминов и антивитаминов. М.: Изд во сельхоз. лит-ры, 1959. 654 с.

159. Тульчинская К.С. // Тр. Всесоюз. конф. по витаминам. М., 1940. С. 62-63.

160. Федорова В.С. // Изв. Восточных филиалов АН СССР. 1957. № 7. С. 119-121.

161. Филиппова Л.А., Мамушина Н.С., Зубкова Е.К. и др. // Физиология растений.

1986. Т. 33. № 1. С. 66-73.

162. Франке Г., Хаммер К., Ханельт П. И др. Плоды земли. М.: Мир, 1979. 270 с.

163. Хавкин Э.Е. Формирование метаболических систем в растущих клетках расте ний. Новосибирск, 1977. 221 с.

164. Христин М.С., Акулова Е.А. // Докл. АН СССР. 1975. Т. 223. № 3. С. 758-761.

165. Христин М.С., Таукелева Ш.Н., Акулова Е.А. и др. // Сельскохозяйственная биология. 1981. Т. 16. № 3. С. 407-411.

166. Чайлахян М.Х. // Докл. АН СССР. 1959. Т. 3. № 4. С.894-897.

167. Чернавина И.А. // Проблемы фотосинтеза: Доклады II Всесоюз. конф. по фото синтезу. М., 1959. С. 198-203.

168. Чикалова Е.А. // Витамины. Киев, 1959. Вып. 4. С. 206-208.

169. Чиркова Т.В. // Уч. зап. Тартуск. ун-та. 1966. Вып. 185. С. 290-294.

170. Читанова Г.В. // Тр. Сухум. ботан. сада. 1982. № 27. С. 49-56.

171. Чупахина Г.Н. Влияние света различного спектрального состава на биосинтез АК в листьях растений. Дисс... канд. биолог. наук. Томск, 1967. 197 с.

172. Чупахина Г.Н. // Специальный практикум по биохимии и физиологии расте ний. Калининград, 1981. С. 17-20.

173. Чупахина Г.Н. // Тез. Всесоюз. симпозиума "Связь метаболизма углерода и азота при фотосинтезе". Пущино, 1985. С. 88-89.

174. Чупахина Г.Н., Немирюк Л.В. // Физиология растений. 1984. Т. 31, № 4. С.

780-783.

175. Чупахина Г.Н., Савкина В.В. // Тез. Всесоюз. конф. "Проблемы фотоэнергети ки растений и повышение урожайности". Львов, 1984. С. 70-71.

176. Чупахина Г.Н., Свеженцева С.В. // Тез. докл. XXI науч. конф. Калининград ского ун-та. Калининград, 1989. С. 105.

177. Чупахина Г.Н., Залящева М.В., Сивцова А.М. // Тез. Всесоюз. конф. "Пробле мы фотоэнергетики растений и повышение урожайности". Львов, 1984. С. 69-70.

178. Чупахина Г.Н., Залящева М.В., Сивцова А.М. // Фотосинтез и продуктивность растений. / Отв. ред. М.М. Окунцов. Калининград, 1987. С. 33-39.

179. Чупахина Г.Н., Хлебодарова Т.Л. // Вопросы взаимосвязи фотосинтеза и дыха ния / Отв. ред. В.Л. Вознесенский. Томск, 1988. С. 117-120.

180. Чупахина Г.Н., Брычева Н.А., Просекова Е.А. // Тр. V Всесоюз. межуниверсит.

конф. "Биология клетки". Тбилиси, 1987. Ч. 1. С. 387-388.

181. Чупахина Г.Н., Окунцов М.М., Архипова Н.Д. // Физиология растений. 1978.

Т. 25. № 6. С. 1179-1184.

182. Чупахина Г.Н., Христин М.С., Кузнецова Л.Г. // Физиология и биохимия куль турных растений. 1985. Т. 17. № 5. С. 444-448.

183. Шатилов И.С., Розов Н.Ф., Клюкова В.А. // Изв. Тимирязевской с.-х. акад.

1973. № 1. С. 9-16.

184. Школьник М.Я., Стеклова М.М. // Тр. Ботан. ин-та АН СССР. 1958. Т. 4. № 12.

С. 242-256.

185. Шлык А.А., Аверина Н.Г. // Физиология растений. 1973. Т. 20, № 4. С. 725-732.

186. Шматок Д.И. // Вопросы ботаники и почвоведения в Мурманской области".

М.;

Л., 1962. С. 82-117.

187. Щербаков Б.И. // Докл. АН СССР. 1949. Т. 66. № 6. С. 1149 - 1152.

188. Юрова Г.Г. Свободная и связанная аскорбиновая кислота в сортах основных плодово-ягодных культур Алтая: Автореф. дис... канд. биолог. наук. Томск, 1964. 23 с.

189. Юзбеков А.К., Магомедов И.М. // Вестн. Ленинград. ун-та. 1981. № 5. Сер.

биолог. Вып. 3. С. 91-94.

190. Явигиев Б.Г. Автоматизированный анализ колебательных процессов, возни кающих в растениях при колебательном возбуждении их светом. // Биофизика. М., 1987. 31 с. Деп. в ВИНИТИ 12.06.87., № 4292-В87.

191. Ядыкин А.А., Титлянов Э.А. // Биология моря. 1980. № 3. С. 74-79.

192. Aberg B. // Ann. Roy. Agr. Coll. Sweden. 1945. N 13. P. 239-273.

193. Aberg B. // Kgl. lantbrukshogs Kol. ann. 1953. Ann. 20. P. 125-138.

194. Abraham P.G., Dave J.C., Saxena O.P., Pandya R.B. // J. Indian Bot. Soc. 1970.

Vol. 49. N 1-4. P. 41-49.

195. Acatrinei G., Acatrinei C. // An. Stiint. Univ. Jasi. 1964. Sec. 2a. Vol. 10. N 1. P.

31-36.

196. Acton G.J., Drumm H., Mohr H. // Planta. 1974. Vol. 121. N 1. P. 39-50.

197. Akao A. // Nihon Univ. Med. J. 1958. Vol. 17. N 9. P. 1689-1699.

198. Aliotta G. // G. bot. ital. 1980. Vol. 114. N 5. P. 217-226.

199. Allen I.F., Hall D. // Biochem. and Biophys. Res. Commus 1973. Vol. 52. N 3.

P.856-862.

200. Alscher R.G. // Physiol. plant. 1989. Vol. 77. N 3. P. 457-464.

201. Anderson L.E. // Adv. Bot. Res. 1986. Vol. 12. P. 1-46.

202. Andrews I.E., Roberts D.W.A. // Canad. I. Bot. 1961. Vol. 39. N 3. P 503-512.

203. Arnon D.J., Whatley F.R., Allen M.B. // J. Amer. Chem. Soc. 1954. Vol. 76. N 24.

P. 6324-6329.

204. Arnon D.J., Whatley F.R., Allen M.B. // Biochim. Biophys. Acta. 1956. Vol. 20.

P.449-461.

205. Arrigoni O. // Atti Accad. naz. Lincei. Rend. Cl. Sci. fis. mat. e natur. 1957. T. 22.

N 1. P. 77-84.

206. Arrigoni O., Arrigoni-Liso R., Calabrese G. // Science. 1976. Vol. 194. N 4262.

P.332-333.

207. Arrigoni O., Arrigoni-Liso R., Calabrese G. // FEBS Lett. 1977. Vol. 82. N 1. P.135 138.

208. Arrigoni O., Zacheo G., Arrigoni-Liso R., B1eve-Zacheo T., Lamberti F. // Phytopa thology. 1979. Vol. 69. N 6. P. 579-581.

209. Asselbergs E.A.M. // Plant physiology. 1957. Vol. 32. N 4. P. 326-329.



Pages:     | 1 | 2 || 4 |
 





 
© 2013 www.libed.ru - «Бесплатная библиотека научно-практических конференций»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.