авторефераты диссертаций БЕСПЛАТНАЯ БИБЛИОТЕКА РОССИИ

КОНФЕРЕНЦИИ, КНИГИ, ПОСОБИЯ, НАУЧНЫЕ ИЗДАНИЯ

<< ГЛАВНАЯ
АГРОИНЖЕНЕРИЯ
АСТРОНОМИЯ
БЕЗОПАСНОСТЬ
БИОЛОГИЯ
ЗЕМЛЯ
ИНФОРМАТИКА
ИСКУССТВОВЕДЕНИЕ
ИСТОРИЯ
КУЛЬТУРОЛОГИЯ
МАШИНОСТРОЕНИЕ
МЕДИЦИНА
МЕТАЛЛУРГИЯ
МЕХАНИКА
ПЕДАГОГИКА
ПОЛИТИКА
ПРИБОРОСТРОЕНИЕ
ПРОДОВОЛЬСТВИЕ
ПСИХОЛОГИЯ
РАДИОТЕХНИКА
СЕЛЬСКОЕ ХОЗЯЙСТВО
СОЦИОЛОГИЯ
СТРОИТЕЛЬСТВО
ТЕХНИЧЕСКИЕ НАУКИ
ТРАНСПОРТ
ФАРМАЦЕВТИКА
ФИЗИКА
ФИЗИОЛОГИЯ
ФИЛОЛОГИЯ
ФИЛОСОФИЯ
ХИМИЯ
ЭКОНОМИКА
ЭЛЕКТРОТЕХНИКА
ЭНЕРГЕТИКА
ЮРИСПРУДЕНЦИЯ
ЯЗЫКОЗНАНИЕ
РАЗНОЕ
КОНТАКТЫ

Pages:     | 1 |   ...   | 2 | 3 || 5 | 6 |   ...   | 12 |

«Министерство сельского хозяйства Российской Федерации Департамент ветеринарии Ульяновской области ФГОУ ВПО «Ульяновская государственная сельскохозяйственная академия» ...»

-- [ Страница 4 ] --

Целью наших исследований явилось выделение бактерий-нефтедеструкторов рода Pseudo monas из объектов окружающей среды.

Ход исследования.

В качестве объектов, из которых проводилось выделение штаммов бактерий, использовалось 70 образцов воды и почвы, подвергнутых длительному воздействию загрязнения нефтепродуктами в условиях окружающей среды.

В асептических условиях брали 1 мл исследуемого материала и вносили в пробирки с 5 мл стерильного питательного бульона с сукцинатом натрия и солями следующего состава:

Сукцинат натрия – 4 г, Нитрат калия – 0,5 г, Фосфат калия двузамещённый – 0,5 г, Сульфат магния – 0,2 г, Хлорид кальция – 0,1 г, Вода дистиллированная – 1 л.

Сукцинат натрия в данной среде служит единственным источником углерода и доступен в ка честве питательного субстрата для бактерий неферментирующей и слабоферментирующей групп. Ни Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы трат калия служит источником азота, фосфат калия двузамещённый, сульфат магния и хлорид кальция необходимы для обеспечения биохимических процессов в бактериальных клетках.

После 24 часов культивирования при температуре 28C, наблюдалось помутнение прозрачно C,, го бульона, образование поверхностной плёнки, осадка, в некоторых случаях окраска среды в желто вато-зеленоватый цвет, очевидно, за счёт выделяемого бактериями пигмента, обладающего флуорес центными свойствами.

Из бульона с сукцинатом натрия и солями производили посев по методу Дригальского на чаш ки Петри с мясопептонным агаром, с последующим культивированием в течение 24 часов при темпе ратуре 28C. На поверхности агара наблюдался рост бактериальных колоний различного характера.

Наиболее распространённые из полученных колоний имели округлую форму, диаметр 2-4 мм, край ровный, поверхность блестящая, консистенция вязкая, цвет молочно-белый, желтоватый, зеленоватый или светло-серый.

Поскольку целью исследования обусловлен интерес к бактериям рода Pseudomonas, для пер вичной идентификации данного рода бактерий использовался тест на оксидазу, который проводился по следующей методике: 1% раствор 2-N-диметилпарафенилендиамина наносили на колонии бактерий на мясопептонном агаре. Колонии оксидазоположительных штаммов бактерий в течение нескольких се кунд (до 1 минуты) приобретали розовую окраску, колонии оксидазоотрицательных штаммов бактерий не меняли своей окраски.

Результаты опыта учитывали не позднее чем через 5 минут после нанесения 1% раствора 2-N-диметилпарафенилендиамина, поскольку дальнейшая экспозиция может выдать лож N-диметилпарафенилендиамина, -диметилпарафенилендиамина, ноположительную реакцию. Так как бактерии рода Pseudomonas являются оксидазоположительными, для дальнейшего исследования были отобраны колонии бактерий, дающие положительную реакцию теста на оксидазу. В результате из 70 исходных образцов были отобраны 65 штаммов, колонии которых имели типичные для псевдомонад форму, размер и цвет, и являлись оксидазоположительными. Дан ные колонии пересевали бактериальной петлёй в пробирки со стерильным мясопептонным бульоном и культивировали в течении 24 часов при температуре 28C, после чего снова проводили посев по методу Дригальского на чашки Петри с мясопептонным агаром, после 24 часового культивирования при темпе ратуре 28C, отвивали наиболее типичные бактериальные колонии и снова переносили в пробирки со стерильным мясопептонным бульоном. Такие пересевы проводили 5-7 раз до получения однородного роста бактериальных колоний на мясопептонном агаре.

Затем производили окраску мазков по Граму и микроскопию. Все 65 штаммов являлись грам отрицательными палочками с закруглёнными концами.

Особенности сахаролитической активности определяли на окислительно-ферментативной (ОФ) среде Хью-Лейфсона с глюкозой следующего состава:

Пептон - 2 г;

D-глюкоза - 10 г;

агар - 2,5 г;

бромтимоловый синий (индикатор) - 0,03 г;

Хлорид натрия (NCl) - 5 г;

калия фосфат двузамещенный (К2НРО4) - 0,3 г;

дистиллированная вода - 1000 мл.

Окончательный рН 7,1 (среда зеленого цвета) Для каждой исследуемой культуры использовали две пробирки с ОФ-средой. Исследуемые культуры брали бактериологической петлёй с поверхности полужидкого агара и засевали каждую куль туру путем укола в две пробирки с ОФ-средой на глубину половины столбика агара. Содержимое одной из пробирок заливали стерильным вазелиновым маслом слоем в 1 см. Инкубировали при 28°С 24 ч.

Образование кислоты в обеих пробирках свидетельствует об анаэробном пути расщепления углевода (ферментация), наличие кислотообразования только в открытой пробирке указывает на аэ робное расщепление (окисление);

цвет среды не изменяется, если бактерии не обладают окисляющей активностью.

Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы Из 56 штаммов только одна исследуемая культура (№26) проявила способность расщеплять глюкозу в анаэробных условиях (ферментировать). Остальные 64 культуры расщепляли глюкозу только в аэробных условиях (окисляли) и не были способны к анаэробному её расщеплению (ферментации).

Такая особенность расщепления глюкозы характерна для бактерий рода Pseudomonas.

Тест на подвижность бактериальных клеток проводился методом микроскопии препарата «раз давленная капля», который готовили для каждой из 64 культур следующим образом: суточные культу ры бактерий наносили бактериологической петлёй на поверхность обезжиренных спиртом предметных стекол. Образовавшуюся каплю диаметром 2-3 мм сразу накрывали покровным стеклом и микроскопи ровали. У всех 64 культур наблюдалась подвижность, характер которой указывал на монотрихиальное расположение жгутиков.





Способность к образованию специфических пигментов исследовалась на среде Кинг В следу ющего состава:

Пептон – 20 г;

Глицерин – 10 г;

Калия фосфат двузамещённый (K2HPO4) – 1,5 г;

Магния сульфат (MgSO4) – 1,5 г;

Агар-агар – 16 г;

Дистиллированная вода – 1000 мл.

Посевы на чашках Петри со средой Кинг B культивировали при 28С 24 часа. Результаты теста оценивались при облучении лампой ультрафиолетового света.

57 штаммов образовывали жёлто-зелёный флуоресцирующий пигмент (пиовердин) на среде Кинг В.

Для постановки теста на каталазу использовался 3% раствор перекиси водорода, каплю ко торого наносили на колонии 24-часовой агаровой культуры бактерий. Положительная реакция теста на каталазу характеризовалась вспениванием капли перекиси водорода, нанесённой на бактериальные колонии за счёт образования пузырьков кислорода.

Устойчивость бактерий к солям двухвалентного бария проверялась методом посева бактери альных культур на поверхность скошенного мясопептонного агара с добавлением 0,2% хлорида бария в пробирках и последующей 24-часовой выдержкой при 28C. Положительная реакция, характерная для бактерий рода Pseudomonas, проявлялась в отсутствии роста на данной среде.

Оценка способности к росту при 4C и 41C проводилась культивированием в питательном бу C C льоне при соответствующей температуре в течение 120 часов. Если спустя указанное время питатель ный бульон с внесённой культурой не приобретал характерного помутнения, результат теста считался отрицательным.

Определение фермента желатиназы (тест на разжижение желатина) проводили по стандарт ной методике – путём засева чистой культуры уколом в столбик застывшего 15%-ного раствора желати на в питательном бульоне с последующей инкубацией при 30C в течение 48 часов.

Параллельно с исследованиями биохимических свойств выделенных нами штаммов бакте рий, проводились исследования биохимических свойств следующих референс-штаммов: Pseudomonas ru 128, Pseudomonas ru 381, Pseudomonas ru 1677, Pseudomonas putida 901, Pseudomonas putida 12633, Pseudomonas flur 13525 по вышеперечисленным тестам.

Все исследованные референс-штаммы бактерий Pud ru, Pud pu, tida и Pseudomonas flur способны к утилизации сукцината натрия, оксидаза- и каталазаположи тельные, подвижные грам-отрицательные палочки, с окислительным типом обмена веществ, не устой чивые к солям двухвалентного бария, что является их родовой характеристикой.

Отличительной особенностью штаммов Pseudomonas ru является, в отличие от остальных исследованных референс-штаммов, способность к росту при температуре 41C, к отсут C,, ствию роста при 4C. Так же, все исследуемые штаммы Pseudomonas ru проявили положитель ную реакцию теста на желатиназу.

Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы Штаммы Pseudomonas flur 13525, Pseudomonas putida 901 и Pseudomonas putida проявили схожие признаки: формирование на среде Кинг В флюоресцирующей жёлто-зелёной пигмен тации, выявляемой при облучении ультрафиолетовой лампой, способность к росту при температуре 4C и отсутствие роста при 41C. Отличие Pseudomonas putida от Pseudomonas flur заключают ся лишь в реакции на желатиназу. Для бактерии Pseudomonas flur характерна положительная реакция на желатиназу, а для Pseudomonas putida – отрицательная.

Результаты тестов, характерные для бактерии Pseudomonas ru, наблюдаются у штам ма №39 и 50;

Pseudomonas flur – штаммы № 1, 2, 3, 4, 6, 7, 8, 9, 11, 12, 13, 16, 23, 29, 32, 33, 35, 36, 47, 48, 49, 53, 58, 59, 60, 63, 64;

Pseudomonas putida – штаммы № 5, 10, 14, 15, 17, 18, 20, 21, 22, 24, 25, 27, 28, 30, 31, 34, 37, 38, 40, 41, 42, 43, 45, 46, 51, 52, 54, 55, 56, 57, 61, 62, 65;

Так же, выявлены штаммы, результаты тестов которых не соответствуют ни одному из шести исследованных референс-штаммов: № 19, 26, 44. Очевидно, что данные штаммы относятся к бактери ям других видов рода Pseudomonas, реже встречающихся в окружающей среде.

Вывод: В результате исследований из 70 образцов воды и почвы, подвергнутых длительному воздействию загрязнения нефтепродуктами, нами было выделено 2 штамма Pseudomonas ru, 27 штаммов Pseudomonas flur и 33 штамма Pseudomonas putida. Выделенные культуры бакте рий рода Pseudomonas перспективно использовать для конструирования на их основе биопрепарата для микробиологической нефтедеструкции.

Список литературы:

1. Берджи. Определитель бактерий Берджи. В 2-х т.Т.1: Пер. с англ./Под ред. Дж.Хоулта, Н.Крига, П.Снита, Дж.Стейли, С.Уилльямса. – М.: Мир, 1997. – 432с.: ил.

2. Викторов Д.А., Богданов И.И., Шестаков А.Г., Васильев Д.А. Разработка системы тестов для выделения и идентификации Pud ud. Материалы международной научно-практиче.

ской конференции «Аграрная наука и образование на современном этапе развития: опыт, проблемы и пути их решения», Ульяновск:, ГСХА, 2009, т. 4.

3. Киреева Н. А. Биодеструкция нефти в почве культурами углеводородокисляющих микро организмов // Биотехнология. - 1996. - № 1. - 51-54.

4. Коритаев А.И., Бабичев С.А. Медицинская микробиология, иммунология и вирусология:

Учебник для мед.вузов. – СПб.: СпецЛит, 2002. – 591 с.: ил.

5. Рубан Е.Л. Физиология и биохимия представителей рода Pseudomonas. - М.: Наука, 1986.

6. Смирнов В.В., Киприанова Е.А. Бактерии рода Pseudomonas.- Киев. Наукова думка, 1990.

- С. 176-187.

УДК 619:616.98:578.842.1:577. КОНСТРУИРОВАНИЕ ПОЛОЖИТЕЛЬНОГО КОНТРОЛЯ (ПК) К ТЕСТ-СИСТЕМЕ ДЛЯ ВЫЯВЛЕНИЯ ДНК ВИРУСА АЧС МЕТОДОМ ПЦР В РЕАЛЬНОМ ВРЕМЕНИ И.Х. Газаев, аспирант, А.А. Елсукова, младший научный сотрудник, А.С. Малоголовкин, кандидат био логических наук, С.Ж. Цыбанов доктор биологических наук, профессор ГНУ «Всероссийский научно исследовательский институт ветеринарной вирусологии и микробиоло гии» РАСХН, Тел./факс: (49243) 6-21-25;

6-10-56 VNIIVViM@niiv.petush.elcom.ru Ключевые слова: Африканская чума свиней, ЦР в реальном времени, положительный кон Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы троль Статья посвящена разработке рекомбинантного положительного контроля к тест системе для обнаружения ДНК вирус АЧС в реальном времени.

Введение Африканская чума свиней (АЧС) — контагиозная, склонная к природной очаговости, как пра вило, остро протекающая болезнь свиней, характеризующаяся лихорадкой, признаками токсикоза, ге моррагическим диатезом и высокой летальностью. (3) Анализ эпизоотической ситуации по АЧС показывает, что распространение болезни происхо дит двумя путями:

- заносом возбудителя на ранее благополучные территории инфицированными вирусом АЧС кабанами;

- при несанкционированных перевозках продукции свиноводства и живых свиней из неблаго получных по этой болезни территорий.

Возможен занос вируса с инфицированными кормами, транспортом, обслуживающим персо налом, предметами ухода, а так же необеззараженными продуктами убоя больных свиней. [1.2] Ввиду отсутствия специфических средств профилактики и лечения, единственным способом борьбы с болезнью является своевременная диагностика болезни и принятие мер по ее ликвидации.

В настоящее время для диагностики АЧС широко применяются ПЦР и РПИФ. Для выявления генома вируса в костном мозге свиней, а так же в объектах ветеринарного надзора основным методом является ПЦР.

Разработка тест-системы для выявления генома вируса АЧС в формате реального времени была обусловлена необходимостью повышения чувствительности, сокращения времени анализа и тру дозатрат.

Целью нашей работы являлась разработка положительного контроля (ПКО) к тест - системе для выявления ДНК вируса АЧС методом ПЦР в реальном времени.

Материалы и методы.

Постановку ПЦР в режиме реального времени, на основе гибридизационно-флуоресцентной детекции, для обнаружения ДНК вируса АЧС проводили на приборе «R G 6000» фирмы (Cb R, Австралия), с использованием тест-системы для выявления ДНК вируса АЧС методом ПЦР в реальном времени производства ГНУ ВНИИВВиМ Россельхозакадемии.

Для клонирования использовали вектор PZ 57 R/.

Результаты и обсуждения.

Предварительно был накоплен ПЦР - продукт участка гена, кодирующего белок V72 вируса АЧС размером 262 пар нуклеотидов. Лигирование проводили по Поли-т-концам в области Mul lg (MCS) плазмиды PZ 57 R/.

В качестве матрицы использовали полученную рекомбинантную плазмиду со вставкой спец ифической последовательности для праймеров ASF и ASR. Фланкируемый праймерами участок содер.

жал мишень для гибридизационного зонда ASZ, меченного флуоресцентным красителем FAM.

Рис.1. Подбор оптимальной кон- Подбор оптимальной концентрации плазмиды в центрации рекомбинантного ПК ПЦР качестве матрицы для постановки ПЦР в реальном вре мени, и определение чувствительности реакции прово дили, с использованием серии десятикратных разведе ний. Предельное разведение плазмиды, при котором в ПЦР-РВ регистрировали положительный сигнал, содер жало 19 копий плазмиды/мкл (1:10-8). На основании по лученных данных подобрана оптимальная концентрация плазмиды в качестве матрицы для постановки ПЦР в ре альном времени, что составляла 9500 копий на реакцию (1:10-6).

Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы Выводы.

В ходе исследований была оценена аналитическая чувствительность тест - системы а так же специфичность праймеров и флуоресцентного зонда, входящих в диагностический набор, с нукле отидными последовательностями сконструированного рекомбинантного ПК ПЦР-РВ. В настоящее время полученная конструкция успешно применяется в качестве ПК ПЦР в тест-системе для выявления ДНК вируса АЧС методом ПЦР в реальном времени разработанной в ГНУ ВНИИВВиМ Россельхозакадемии.

Преимуществом разработанного ПК, является высокая устойчивость при хранении и многократном замо раживании и оттаивании, а так же безопасное приготовление, т.к. исключена работа с вирусным агентом.

Библиографический список:

1.«Катастрофа для свиноводческой отрасли» // Ветеринария сельскохозяйственных живот ных, 2009.г. №3 с.9-12.

2. Козлова Д.И., Бесхлебнов В.А. Современные проблемы африканской чумы свиней. – М.:

ВНИИТИСХ, 1980.- 60 с.

3. Z L., B M.V. // JOURNAL OF CLINICAL MICROBIOLOGY, J. 2005,. 112– ВЫДЕЛЕНИЕ И ИДЕНТИФИКАЦИЯ БАКТЕРИЙ AEROMONAS SALMONICIDA ИЗ ОБЪЕКТОВ ВНЕШНЕЙ СРЕДЫ.

Горшков И.Г., ГриневаТ.А., Горшкова Н.Г., - соискатели кафедры МВЭиВСЭ УГСХА Канаева Т.И. к б н, ст преподаватель кафедры МВЭиВСЭ УГСХА Бактерии вида A ld – широко распространены в окружающей среде, осо бенно в водном ареале. Они относятся к группе болезнетворных микроорганизмов, вызывающих за болевания рыбы.

Aeromonas salmonicida ub. salmonicida – грамотрицательная неподвижная, факультативно - анаэробная палочка (Gfi и др. 1953). Размер 1.7 нм – 1.0 нм. Оптимум роста 20-22 С, оптимальная H среды от 5.3 до 9.0.

Основные биологические свойства приводятся в таблице 1. Они включают положительную реакцию на оксидазу и каталазу, разжижает желатин, восстанавливает нитраты, продуцируют ДНКазу.

Чувствителен к цефалотину и/или ампициллину.

Табл. 1. Дифференциация неподвижных видов рода AEOMONAS по биохимическим признакам Тест A. media A. salmonicida achromogenes masoucida salmonicida smithia Индол в + + - Проба с метиловым красным + + + + Реакция Фогеса-Проскауэ - - + - Использование цитрата (среда в - - - Симмонса) Образование H2S - - + - + Гидролиз мочевины - - - - Фенилаланиндезаминаза в - - - Лизиндекарбоксилаза - в в в Аргининдигидролаза + + + + (-) Орнитиндекарбоксилаза - - - - Гидролиз желатина + + + + + Рост в присутствии KCN + - - Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы Использование малоната - - - Образование кислоты из + + + + (+) Д-глюкозы Образование газа из Д-глюкозы - - + + (+) Образование кислоты из Целлобиозы + - - - Дульцитола - - - Эритритола - - - Д-галактозы + + + + Глицерола в в в в (-) Мио-инозитола - - - - Лактозы в - - - Мальтозы + + + + Д-маннитола + - + + Д-маннозы + + + + Мелибиозы В-метил-Д-глюкозида Рафинозы - - - - L-рамнозы - - - Салицина в в в в Д-сорбитола - - - - (-) Сахарозы + + + - в Трегалозы + + + + Д-ксилозы - - - - Гидролиз эскулина в - + + Мукат, кислота - - - Тартрат (среда Джорданса в - - Использование ацетета в Липаза (кукурузн масло) в + + + ДНКаза + + + + + Восстановление нитрата + + + + Оксидаза + + + + + Цитрат (среда Кристенсена - - - Просветление среды с тирози- в ном Первоочередной задачей наших исследований стало выделение бактерий вида A ld из объектов санитарного надзора.

В период с декабря 2010 по апрель 2011 года было исследовано на наличие бактерий вида A ld 15 проб пищевых продуктов – пробы мяса белой и красной рыбы, купленных на рынке и в магазинах г. Ульяновска.

Питательные среды, использованные для исследований – мясо-пептонный агар, мясо-пептон ный бульон, среда ндо, среда Симмонса, среда Шмитца –Шанделье, накопительная среда УГСХА – 1А.., плотная дифференциально-диагностическая среда для выделения и идентификации A УГСХА – 2 А..

Схема исследования проб пищевых продуктов: брали 1 гр продукта, измельчали, далее зали вали 9 мл физиологического раствора (1:10). Затем из этой суспензии после 3-х минутного осаждения отбирали 1 мл и добавляли в 19 мл мясо-пептонного бульона (1:20).

Исследовали по следующей схеме:

Приготовленную суспензию в разведении 1:20 выдерживали в термостате при температуре 22° С 12-24 часа. Затем делали посев штрихом на чашки Петри с вышеуказанными питательными сре дами.

Оценка результатов посевов на чашки Петри делалась через 12- 24 часа после инкубирования в термостате при температуре 35° С.

Оценку результатов бактериологических исследований собирались вести на основании био Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы логических свойств.

Однако все изучаемые образцы рыбной продукции не содержали бактериальную микрофлору.

Таким образом, можно сделать вывод, что исследуемое мясо рыбы было подвергнуто обра ботке антибиотиками или препаратами, обладающими бактерицидными свойствами.

Литература:

1. Канаева Т.И. Разработка методов выделения и идентификации бактерии A y dl. // автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук. Са.

ратов, 2009.

2. Определитель бактерий Берджи. USA,2005.

3. C C. R. G L. Bull. Fuuul Ad O D Cud By Aeromo ld.// F D Lfl, 4. Hvl- Vu. F g aeromonas salmonicida d renibacterium salmoninarum:

dg d dlgl.// d d, Hl, Sb 23 2005.

5. Ku K. V v vugg A Ru d Wvdugy.//D u Elgug d Dgd d Zd d Fb Hud d J Wlgg G Uv Fu M, ИССЛЕДОВАНИЕ РОСТА БАКТЕРИИ AEOMONAS HYDOPHILA НА РАЗЛИЧНЫХ ПИТАТЕЛЬНЫХ СРЕДАХ.

Горшков И.Г., ГриневаТ.А., Горшкова Н.Г., - соискатели кафедры МВЭиВСЭ УГСХА Канаева Т.И. к б н, ст преподаватель кафедры МВЭиВСЭ УГСХА Бактерии рода A были идентифицированы еще в конце XIX века Санарелли (1891г).

Он выделил их из крови и лимфы инфицированной лягушки. В определителе Берджи (2007) род A описан как факультативно-анаэробная граммотрицательная палочка. Он вместе с O и lu образует семейство Ad. Род A описывают как палочку с округлен ным концом. Диаметр между 0,3 и 1нм и 1-3,5 нм в длину. Встречаются одиночно, парами или в ко роткой цепи. Большинство видов подвижны: A.ydl. A.v. A.ul. A.ub. A.b.

A.v. A обитают в водных жизненных пространствах. Концентрация микроорганизмов за.v.

v.

.

висит от температуры и степени загрязнения воды органическими соединениями. Температурный опти мум находится между 220 С и 280 С. Поэтому особенно в летние месяцы происходит массовое развитие A. В естественных условиях бактерии способны размножатся при температуре от 4 до 450 С, а также при H – среды между 4,5 и 9,8. H- оптимум находится между 6,5 и 7,5. Инфекция, вызываемая патогенными видами A, может вызывать патогенные процессы у человека. У здоровых людей, речь, прежде всего, идет об экзогенных инфекциях, таких как после травмы. Вызывает сепсис, прово цирующий эндогенную инфекцию, гангренозного повреждения кожи гастроинтестинального тракта, или раневую инфекцию. У старых и имунноослабленных людей такие инфекции могут вызвать летальный исход.

Наряду с частыми инфекциями кишечника описываются воспаление миндалин, раневые ин фекции после повреждений или операций, аспираторная пневмония, менингит, перитонит и сепсис при лейкемии, цирроз печени, гематобластомы, карциномы. A, могут также вызвать сепсис при ревматической лихорадке и желчной инфекции печени и урогенитальной системы (Ku K. 2001) В эксперементах по культивированию A ydl на различных питательных сре дах. Нами был использован референс штамм A ydl № 41, полученный из музея бак териальных культур кафедру микробиологии, вирусологии, эпизоотологии и ВС УГСХ, который мы пересевали на дифференциальные среды. Первоначально пересеяли референс штамм в пробирки с мясопептонным бульоном (МПБ), которые были помещены в термостат при температуре 370С. Через часа бульон помутнел. Наблюдался активный рост. По истечению 24 часов штамм A ydl был пересеян на различные питательные среды.

Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы Табл 1. Характер роста изучаемой бактерии на разных средах Питательная среда Характер роста МПА серые круглые крупные колонии с равным краем УГСХА – 2 А.. колонии округлые, выпуклые, бежевые, блестящие, 3мм в диаметре Среда Шмита-Шантелье колонии крупные, с ровным краем, слизистой поверхностью и черным центром.

Среда ндо среда не цвет не изменила, что говорит о лактазо отрицательной реакции штамма.

Агар-агар+хлорид бария мелкие росинчатые колонии диаметром 0,3 – 0,4мл, после 48 часовой инкубации в термостате при 480С.

Среда Пласкерева серые круглые крупные колонии с равным краем Среда Хью-Лейвсона колонии мелкие, желтые с блестящей поверхностью, ферментируют глюкозу, цвет среды изменился с голубого на желтый Параллельно сравнивался рост других микроорганизмов при сходных условиях культивиро вания.

Табл 2. Сравнительный характер роста сопровождающей микрофлоры Микроорганизм МПА УГСХА – Среда Среда Агар- Среда Пла- Среда 2 А.. Шмита- ндо агар+хлорид скерева Хью Шантелье бария Лейвсона A ydl + + + + + + + Pud + - + + - + + flu Pud ug- + - + + - + + Pud ud + - + + - + + Pu bl + - - + - + + Y l + - - + - + + Sylu + - - + - - + uu (+ - наличие роста на среде. - - отсутствие роста на среде.) Таким образом можно сделать вывод, что бактерии вида A ydl хорошо растут на различных питательных средах, предложенных для их культивирования. На большинстве этих сред способны расти не только бактерии вида A ydl, но и другие рода бактерий, что за, трудняя выделение бактерий вида A ydl из объектов окружающей среды и объектов санитарного контроля.

Используемая литература:

1. Канаева Т.И. Разработка методов выделения и идентификации бактерии A y dl. // автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук. Са.

ратов, 2009.

2. BERGEY’S MANUAL_ OF Sy Blgy Sd Ed. USA 2007.

3. Ku K. V v vugg A Ru d Wvdugy. //D u Elgug d Dgd d Zd d Fb Hud d J Wlgg G Uv Fu M, 2001 (стр.

8-11) Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы ФЕНОТИПИЧЕСКАЯ ИДЕНТИФИКАЦИЯ БИОВАРИАНТОВ AEROMONAS HYDROPHILA Гринева Т.А., Горшков И.Г., Горшкова Н.Г., - соискатели кафедры МВЭиВСЭ УГСХА Канаева Т.И., к б н, ст преподаватель кафедры МВЭиВСЭ УГСХА Интенсивное развития аквакультуры, выращивание рыбы в садках, в настоящее время обе спечивающие примерно половину мировой продукции рыбы и водных беспозвоночных, приводит к на рушению экологического равновесия и росту заболеваний рыб. Основную массу составляют бактери альные инфекции, обусловленные подвижными аэромонадами.

Аэромонады являются частью нормальной микрофлоры кишечника рыб, но в неблагоприят ных условиях способны вызывать бактериальную септицемию. Заболевание наносит значительный экономический ущерб, складывающийся из прямой гибели рыб, снижения темпов роста инфицирован ных особей (даже при отсутствии клинических признаков), затратах на санацию мест обитания.

Главными факторами, определяющими численность аэромонад в водоеме, являются повы шенная температура воды, высокий уровень органической нагрузки, дефицит растворенного кислоро да, рост плотности восприимчивых хозяев.

Все представители A способны вызывать заболевания рыб, но в каждом конкретном случае различные представленные в водоёме штаммы этих бактерий имеют различную вирулентность и разный удельный вес в микробиоценозе, и как следствие - степень их опасности для культивируемой рыбы различна. Большое эпизоотологическое значение в патологии рыб представляет вид A ydl,имеющий биоварианты: A. ydl ub. d;

A. ydl ub. ydl;

A. y,имеющий.. ;

A.

A... ;

.

dl ub. ;

A. ydl ub. аg;

A. ydl ub. dl.

Все представители вида грамотрицательные, прямые, подвижные, хемоорганотрофные фа культативно-анаэробные палочки. Продуцируют оксидазу, каталазу, редуцируют нитраты без образо вания газа. Оптимальный рост при 28 0С через 24ч., но все штаммы могут расти при 41оС 24±48ч. Не образуют коричневый водорастворимый пигмент. Не ферментируют адонит, инозит, дульцит, ксилозу, мочевину, D-мелибиозу. Не производят орнитиндекарбоксилазу. Продуцируют аргинингидролазу, лизиндекарбоксилазу. Используют в качестве единственного источника углерода:DL-лактат, арбутин, D-мелибиозу.

Таблица 1. Тесты для фенотипической дифференциации A. i ss.от других представителей Amns.

1 2* 3* 15|| 16 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 Использование:

DL-лактата + + + - в+ + - в+ - - + - в+ нд нд + Арбутина + + + + + + + - - + - + - - нд D-маннита + + + + + + + + + + + + - в+ + + D-мелибиоза - - - - - - - - - - + - - нд нд Кислота из:

Салицина - + + в- + в+ + - - + - + - - - D-целлобиозы - - в- в- в+ + + + в- в+ - - - + + L-арабинозы - - + + + + в+ - - - - в- - - в+ в D-сахарозы - + + + + + - + + + - в- - в- + Декарбоксилирование:

Орнитина - - - - - - - - - + - - - - в- Лизина + + + + - - - + + + + - в+ + + Аргининдигидролазы + + + + + + + - + - + + + + в+ + 1, Aeromonas hdrphl ub. ranae;

2, Aeromonas hdrphl ub. dhakensis;

3, Aeromo nas hdrphl ub. hdrphl;

4, Aeromonas bestiarum;

5, Aeromonas caviae;

6, Aeromonas media;

7, Aeromonas eucrenophila;

8, Aeromonas sobria;

9, Aeromonas veronii bv b;

10, Aeromonas veronii bv v;

11, Aeromonas jandaei;

12, Aeromonas encheleia;

13, Aeromonas schubertii;

14, Aeromonas trota;

15, Aeromonas allosaccharophila;

16, Aeromonas ppffi.

Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы +, 85 % положительных штаммов;

-, 85 % отрицательных штаммов;

в+, 50–85 % положи тельных штаммов;

v-, 50–85 % отрицательных штаммов;

нд, нет данных.

*Данные Abb и др. (1992), K & Alwgg (1992), H (1994) и Huy и др. (2002).

Данные Abb et al. (1992), K & Alwgg (1992) и H (1994).

Данные Alwgg & Ly-H (1991), Abb и др. (1992) d K & Alwgg (1992).

Данные Huy и др. (1997).

||Данные M-Mu и др. (1992).

A. ydl ub. ydl биохимически активный биовариант: ферментирует L-арабинозу, L-фукозу, -метилDманозид, образует кислоту из L-арабинозы, не утилизирует уроканиновую кислоту.

А.ydl ub. d генотипически принадлежит к A. ydl группы гибридиза ydl..

ции ДНК (HG) 1 (родство ДНК 78-92%).Биовариант отличается по восьми биохимическим свойствам.

Диагностическое значение имеют по крайней мере три из них: использование уроканиновой кислоты и L-арабинозы, кислоты из L-арабинозы.

А.ydl ub. представляет собой уникальный фенотипический таксон, принад ydl.

лежащий A. ydl группы гибридизации ДНК (HG) 1 (родство ДНК между эталонными штаммами A.

ydl ub. ydl 80-93%, A. ydl ub. d 75-85%).В дополнение положитель...

ного теста на утилизацию уроканиновой кислоты, двенадцать отрицательных результатов позволяют дифференцировать A. ydl ub. от A. ydl ub. d и A. ydl ub.

ydl из-за биохимической инертности.

Среди этих тестов усвоение L-глицина в изобутират в качестве единственного источника угле -глицина рода, кислоты из салицина и D-сахарозы, гидролиза эскулина.

Использованная литература:

1. Канаева, Т.И. Ускоренный метод внутривидовой дифференциации бактерий Ar h drophila / Т.И. Канаева,.А. Афонин, Д.А. Васильев // Аграрная наука и образование в реализации на ционального проекта «Развитие АПК»: Материалы Всероссийской научно-практической конференции, 22-24 ноября 2006. – Ульяновск, 2006. – С.345-348.

2. Канаева, Т.И. Рост бактерий Aeromonas hdrphl при различных температурных режимах культивирования / Т.И. Канаева,.А. Афонин, Д.А. Васильев // Молодежь и наука XXI века: Материалы 2-й Открытой Всероссийской научно-практической конференции молодых ученых, 24-26 апреля 2007.

– Ульяновск, 2007. – С.71-73.

3. Канаева, Т.И. Выделение и идентификация бактерий вида Aeromonas hdrphl / Т.И. Кана ева, Д.А. Васильев // Биотехнология. Вода и пищевые продукты: Материалы Международной научно практической конференции, 11-13 марта 2008. – Москва, 2008. – С. 124-125.

4. Abb, S. L., Cug, W. K. W., K-By$, S., Mld,. & Jd, J. M. (1992).

Id® A g lvl ll lby. J Cl Mbl 30,1262±1266.

5. Alb, M. J., Fuqu, A. S. G., Fuqu, S. M., S, R. B. &Mlb, D. (1999). C l udy gd w ldd d D, Bgld. J ClMbl 37, 3458±3464.

6. Alb, M. J., Au, M., lud, K. A. & 7 u(2000). Pvl x g A. ld ld w d, ly l, d v.

JCl Mbl 38, 3785±3790.

7. Bgy` Mul Dv Blgy 2007.

8. Huy, G., K, P., Alb, M. J., K, I., Dy, R. & Swg, J. (2002). Ar hdrph ila ub. dhakensis ub. v., ld ld w d Bgld, d xdd d Ar hdrphl ub. hdrphl (C 1901) S 1943 (Avd L 1980). J S Evol Microbiol 52, 705–712.

Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы УДК 619:616.98:578.8:636. РЕЗУЛЬТАТЫ РЕТРОСПЕКТИВНОГО ИЗУЧЕНИЯ ЦИРКУЛИРОВАНИЯ ВИРУСОВ У КОЗ В.В. Думова, старший научный сотрудник, кандидат биологических наук, тел. 8(4922) 26-17-65 20-85, mishenko@arriah.ru В.А. Мищенко, главный эксперт по болезням рогатого скота, доктор ветеринарных наук, профессор тел. 8(4922) 26-17-65 20-83, mishenko@arriah.ru М.Ю. Киселев, ведущий ветеринарный врач, аспирант, тел. 8(4922) 26-17-65 20-85, kiselev@arriah.ru Ю.Э. Шулик, ведущий биолог, соискатель, тел. 8(4922) 26-17-65 20-85;

А.А. Нестеров, ведущий ветеринарный врач, аспирант, тел. 8(4922) 26-17-65 20-85, nesterov@arriah.ru ФГУ «Федеральный центр охраны здоровья животных», г. Владимир Кючевые слова: козы, антитела, коронавирус, вирусы ИРТ, Г-3, ВД, РСВИ.

Работа посвящена изучению циркулирования вирусов крупного рогатого скота в организме коз.

Введение. За последние годы в России увеличилось количество животноводческих хозяйств, занимающихся промышленным козоводством, что связано с повышением спроса на козье молоко и другую молочную продукцию. С этой целью закупаются козы высокомолочных пород, в основном, за аненской породы. Для частных подворий характерно совместное содержание коз с другими домашними животными (КРС, овцы, свиньи). Во многих хозяйствах у коз были зарегистрированы массовые вспыш ки заболевания органов дыхания, пищеварения и воспроизводства.

Анализ литературных данных показал, что многие случаи массовых заболеваний были об условлены вирусными инфекциями. При изучении этиологии нарушений функции репродуктивных ор ганов (аборты, бесплодие), органов дыхания и пищеварения у коз в Болгарии (8 регионов) были иссле дованы 1134 пробы сыворотки крови. Антитела к герпесвирусу выявили в 14,9 - 68,3% проб (в среднем – 34,4%) [1]. Установлена межвидовая циркуляция парвовируса КРС в организме коз. При выяснении этиологии нарушения функции воспроизводства у коз была выявлена сероконверсия парвовируса КРС, серопозитивными к указанному возбудителю оказались 24% исследованных проб [2].

По сообщениям других исследователей при выяснении этиологии респираторных заболева ний коз тестировали 137 проб сыворотки крови, из них 31,4% проб были положительными к вирусу вирусной диареи [3].

В результате исследований 160 проб сыворотки крови коз ангорской породы из северо-запад ного района Турции были выявлены антитела к следующим возбудителям: ВД – в 32,1%, ИРТ – 23,0%, РСВИ – 72,0%, ПГ-3 – 13,2%, аденовирусу – 90% проб [4].

В сыворотке крови клинически здоровых коз из Монголии антитела к вирусу парагриппа-3 об наружили в 60%, к возбудителям вирусной диареи – 70%, респираторно-синцитиальной инфекции – 90% исследованных проб [5].

В данной работе представлен анализ результатов эпизоотологического обследования хо зяйств, клинического осмотра коз, патологоанатомических изменений и лабораторных исследований сыворотки крови и патологического материала.

Материалы и методы исследований. Сыворотку крови на наличие антител к вирусу пара гриппа-3 и коронавирусу исследовали в реакции торможения гемагглютинации (РТГА), к возбудителю вирусной диареи (ВД) в реакции непрямой гемагглютинации (РНГА) и методом иммуноферментного анализа (ИФА), вирусам инфекционного ринотрахеита (ИРТ) и респираторно-синцитиальной инфекции в реакции непрямой гемагглютинации (РНГА), с помощью соответствующих коммерческих диагности Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы ческих наборов.

Результаты и их обсуждение. На первом этапе исследований были отмечены следующие условия содержания коз в хозяйствах РФ:

- в специализированных помещениях (промышленное козоводство);

- по 1 - 2 особи в отдельном помещении, выпас - на привязи;

- содержание и выпас в объединенном стаде (КРС и МРС);

- совместное содержание в отарах с овцами.

При эпизоотологическом обследовании обнаружено, что при содержании в помещениях част ных подворий по 1 – 3 особи клинических признаков заболевания обычно не отмечали. Не было выявле но разницы в состоянии здоровья коз, выпасавшихся на привязи, и при свободном выпасе в смешанных (КРС – козы – овцы) стадах. В промышленных хозяйствах козы не всегда содержались в помещениях, соответствующих зоогигиеническим нормам. На частных подворьях часто встречалось совместное со держание коз с крупным рогатым скотом и овцами. Новорожденные козлята в промышленных хозяй ствах гибли от нарушения функции органов пищеварения. У молодняка и взрослых коз регистрировали заболевания органов дыхания и нарушения функции воспроизводства.

При анализе результатов эпизоотологического обследования, клинического осмотра и данных лабораторных исследований промышленного стада коз было установлено, что через 30 дней после прохождения карантина и смешивания животных двух стад у 80% коз была зарегистрирована диарея. У отдельных особей были отмечены холодные и безболезненные отеки в области шеи, подгрудка и груди.

При вскрытии трупов павших коз обнаружили воспаление тонкого кишечника и увеличение желчного пу зыря, у трупов павших животных из другой группы была зарегистрирована крупозная бронхопневмония.

У 70% новорожденных козлят был отмечен профузный понос, слабость, отказ от корма, затем кашель, риниты и повышение температуры тела до 410С и гибель на 8-10 день. При вскрытии трупов но ворожденных козлят регистрировали крупозную пневмонию и катарально-геморрагическое воспаление кишечника, в пробах патологического материала были выявлены Mannheimia haemolitica и Pasteurella multocida.

В двух других обследованных промышленных стадах коз молочных пород у новорожденных козлят регистрировали диарею, у 4 – 7 месячных особей – заболевания органов дыхания. При выяс нении этиологии респираторной патологии у переболевших 3 - 9 месячных коз антитела к возбудителю парагриппа-3 и респираторно-синцитиальной инфекции выявлены в 100%, а к коронавирусу – в 28,5% проб.

При установлении источника вируса ИРТ, индуцировавшего образование антител в организме косуль, были проведены исследования сыворотки крови домашних коз, выпасающихся в непосред ственной близости от опушки леса. Результаты исследований (табл. 1) свидетельствуют о циркулирова нии герпесвируса (38,1%) среди домашних животных.

Таблица 1. - Результаты исследований сыворотки крови на наличие антител к вирусу ИРТ Количество проб Вид животного всего серопозитивных к вирусу ИРТ косули 2 домашние козы 21 Наряду с этим были проведены скрининговые исследования 15 проб сыворотки крови коз из 9 хозяйств на наличие вирусоспецифических антител (табл.2). Установлено, что серопозитивными к коронавирусу КРС являлись 33,5%, возбудителям инфекционного ринотрахеита – 39,8%, вирусной диа реи – 24,5% и парагриппа-3 – 64,8%, вирусу респираторно-синцитиальной инфекции – 80% исследо ванных проб.

Таблица 2. - Результаты скрининговых исследований сыворотки крови коз Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы NN Количество Пробы, серопозитивные к вирусам, % коронавирусу ИРТ ПГ - 3 ВД РСВИ п/п проб 1 7 28,6 н/и 100 н/и 2 4 н/и 100 100 н/и 3 21 0 38,1 0 н/и н/и 4 5 40 20 40 20 н/и 5 7 86 н/и 100 н/и н/и 6 10 41,0 40 60 20 н/и 7 10 20 20 30 30 н/и 8 8 25 12,5 50 12,5 9 78 24,4 47,9 38,5 40 н/и Всего 150 33,5 39,8 64,8 24,5 Наиболее высокая инцидентность вирусоспецифических антител была выявлена в сыворотке коз в стадах, выпасающихся совместно с овцами и крупным рогатым скотом.

Заключение. Результаты лабораторных исследований сыворотки крови свидетельствуют о размножении возбудителей вирусных болезней крупного рогатого скота (ВД, ИРТ, ПГ-3, РСВИ и корона вирусной инфекции) в организме домашних коз и указывают на межвидовую передачу вирусов.

Библиографический список:

1. Pv, R. Sudy dg d d dbu vu Bul g / R. Pv, R. Bdjv // V. Md. -2004. – V. – 8, № 1-2. – P. 11-14.

2. Бостанджиева, Р. Циркуляция на говеждата парвовирусна инфекция в България / Р. Бостан джиева, Р. Пешев, Г. Георгиев //Вет. Медицина.- 2004. - № 1-2. – С. 23-28.

3. Zgv, A. Pvl bd bv Vl D vu d/ Bd D Vu D Ru / A. Zgv // J. V. Md. -1998. – V. 45. –Iu 1-10. - P. 345-351.

4.Vlbg, K., Gug B. Abdy vl g y vu d g N-W uy / K. Vlbg, B. Gug //. A. Hl Pd. - 2009. – V. 41, № 4. – P. 421-425.

5. Hl vlu Mgl Gll P guu E S / S.J. D, W.B. K, M.J. J [ l.] // Gul. – 2001. – V. 20, № 1. – P. 18-20.

УДК 619:578.824.11:615. СЛУЧАИ БЕШЕНСТВА В МОСКВЕ В 2000 – 2010 ГОДАХ.

А.Л. Елаков, кандидат биологических наук, ФГУ «Всероссийский государственный центр качества и стандартизации лекарственных средств для животных и кормов» (ФГУ «ВГНКИ») тел. 8(495)259-35-46, alelakov@mail.ru М.А. Семенова, И.И. Розанова, ГУ Московское объединение ветеринарии Городская ветеринарная лаборатория тел. 8(495)614-73- Ключевые слова: бешенство, гидрофобия, дикие плотоядные, собаки, кошки.

За 2000 – 2010 годы в Московском регионе отмечено 178 случаев заболевания бешенством у животных и 10 случаев гидрофобии у людей. Основную роль в поддержании и распространении ра бической инфекции играют дикие плотоядные, бродячие собаки и кошки, составляющие 94,9 % от общего числа заболевших животных.

Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы Введение. В настоящее время Российская Федерация входит в число стран неблагополучных по бешенству. По данным Информационно-аналитического центра Россельхознадзора в РФ наблюда ется природно-очаговая эндемичность, при этом превышения эпидемического порога не происходит, заболеваемость среди с/х животных держится на неизменном стабильном уровне, а основной вклад в рост неблагополучия и заболеваемости вносят домашние и дикие плотоядные.

За 2010 год – зарегистрировано 3923 вспышки заболевания, заболело и пало 4437 голов, из которых 52% - дикие животные (2317 гол.), 31% - домашние плотоядные (1359 гол.), 17% - с/х животные (750 гол.). Наибольшее число неблагополучных пунктов (н. п.) за 2010 г. зарегистрировано в Белгород ской области (243 н. п.), Брянской обл. (246 н. п.), Воронежской обл. (187 н. п.), Р.Башкортостан (273 н.

п.) и Р.Татарстан (213 н. п.), Пензенской обл. (178 н. п.) [1].

В Москве и Московской области ситуация с бешенством, несмотря на широкомасштабную вак цинацию домашних и сельскохозяйственных животных, а также проводимую оральную иммунизацию диких плотоядных, остается напряженной.

В статье представлены данные исследований проведенных в Городской ветеринарной лабо ратории г. Москвы за 2000-2010 гг.

Материалы и методы исследований.

Пробы (трупы животных или их головы) поступали из различных районов города Москвы и районных станций по борьбе с болезнями животных (СББЖ) Московской области. На исследование поступал материал от собак, кошек, крупного и мелкого рогатого скота, лис, енотов, енотовидных со бак, ежей, крыс, кроликов, мышей, хомяков и других видов животных. Головной мозг от умерших людей поступал из Инфекционной клинической больницы №1 г. Москвы. Всего за 2000 – 2010 годы было ис следовано 5415 проб от животных и людей.

Мазки ткани мозга готовили и исследовали в соответствии с ГОСТ 26075-84 [2] в реакции им мунофлуоресценции (РИФ) с глобулином флюоресцирующим для диагностики бешенства животных производства ГНУ ВНИТИБП или ФГУ ФЦТРБ согласно инструкциям по их применению, суспензию мозга от отрицательных в РИФ животных исследовали биопробой на белых мышах.

Результаты исследований и их обсуждение.

Результаты исследования поступившего материала от подозрительных на бешенство живот ных отражены в таблице.

Как видно из данных, представленных в таблице, число случаев бешенства в Москве сильно варьирует от 1 случая в 2000 году до 41 в 2008 году. Особенно сильный рост заболеваемости по сравне нию с предыдущим годом отмечен 2001 году (в 3 раза), в 2003 году (в 3,3 раза), в 2005 году (в 2,9 раза) и в 2008 году (в 2,6 раза).

Анализ полученных данных свидетельствует о том, что с 2001 года наблюдается тенденция к увеличению числа заболевших бешенством животных, при этом эпизоотии характеризуются периода ми подъемов и спадов, что характерно для природно-очаговых инфекций. Бешенство диких животных составило 48,3 % от общего числа положительных диагностированных случаев бешенства, из которых лисы - 41 %, еноты – 2,3 %, енотовидная собака – 1,1 %, хорь – 1,1 %, ёж – 2,8 %. Материал от диких животных доставлялся из разных районов Московской области, что свидетельствует о широком распро странении данной инфекции в подмосковной фауне. Подавляющее число случаев бешенства отмечено у лис, что еще раз подтверждает сложившееся мнение о них, как об основном резервуаре и источнике заражения при данной инфекции [3]. В настоящее время существует только два метода борьбы с бе шенством у диких животных: снижение их численности и оральная вакцинация. По нашему мнению, только разумное сочетание этих методов может привести к улучшению эпизоотической обстановки в московском регионе.

Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы Таблица 1. Случаи бешенства у животных в г. Москве за 2000 – 2010 гг.

Вид животного Всего Кот 1 0 2 9 5 4 1 1 6 1 4 Лиса 0 3 1 11 3 11 9 7 22 2 4 Собака 0 0 4 2 3 18 8 7 6 4 2 Коза 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 Енот 0 0 0 0 0 0 0 0 2 2 0 Ен. собака 0 0 0 0 1 0 0 0 0 1 0 Хорь 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 1 Ёж 0 0 0 0 0 1 1 1 2 0 0 крс 0 0 0 0 0 0 0 0 3 0 0 Всего 1 3 7 23 12 35 19 16 41 10 11 Заболеваемость бешенством у собак и кошек составила 30,3 % и 19,1 %, соответственно. В основном это бродячие животные, которые, скорее всего, никогда не подвергались антирабическим прививкам, и, соответственно, не были защищены от заболевания. Случаи бешенства домашних жи вотных, как правило, обусловлены контактами с лисами или другими больными дикими плотоядными.

При этом следует отметить, что все заболевшие животные не были своевременно вакцинированы от бешенства. то заставляет еще раз задуматься об эффективности контроля за содержанием домаш них собак и кошек, а также о пользе принятой в Москве программы по стерилизации и возвращению в места отлова бродячих собак.

Также отмечены положительные случаи у сельскохозяйственных животных: 1 коза (0,6 %) и 3 коровы (1,7 %). Небольшое количество случаев у сельскохозяйственных животных может быть об условлено эффективностью проводимой в хозяйствах антирабической вакцинопрофилактики.

Таким образом, 94,9 % случаев бешенства отмечено у плотоядных животных, представляющих реальную угрозу в качестве источника заражения не только для других животных, но и для человека.

За период наблюдения (2000 – 2010 годы) отмечено 10 случаев заболевания бешенством у людей: 4 случая обусловлены укусами собак, 3 – лисиц, 2 - енотовидных собак, 1 – кошкой. При этом следует отметить, что случаи гидрофобии у людей были обусловлены дикими и бродячими животными, не привитыми от бешенства.

Следует отметить, что случаи гидрофобии у людей, как правило, бывают связаны с несе рьезным отношением к профилактической иммунизации. Случается, что на отдыхе люди подвергаются укусам диких или бродячих животных, однако за антирабической помощью не обращаются, а если и начинают курс прививок, то приезжая домой профилактические мероприятия прекращают.

Показательны случаи гидрофобии, отмеченные в 2008 и 2010 годах. В феврале 2008 года мужчина был покусан енотовидной собакой в Клинском районе Московской области, место укуса при жег каленым железом, за антирабической помощью не обращался. Клиника проявилась 19 июля того же года, а уже через 6 дней (25 июля) он скончался.

7 ноября 2010 года от гидрофобии умерла девочка 10 лет, которая на отдыхе с отцом в окрест ностях г. Астрахани в августе месяце была укушена енотовидной собакой в кисть правой руки. Отец девочки попытался отсосать кровь из раны, но за антирабической помощью не обратился. В результате спасти ребенка не удалось.

Описанные случаи свидетельствуют о недостаточной информированности населения о мерах профилактики бешенства.

Заключение.

За 2000 – 2010 годы в Московском регионе отмечено 178 случаев заболевания бешенством у животных и 10 случаев гидрофобии у людей. Основную роль в поддержании и распространении ра Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы бической инфекции играют дикие плотоядные, и в первую очередь лисы. В то же время, нельзя недо оценивать сложившуюся ситуацию среди бродячих собак и кошек, представляющих реальную угрозу в качестве резервуара и переносчика вируса бешенства в г. Москве.

Библиографический список:

1. пизоотическая ситуация в РФ (2010 год). ФГУ ВНИИЗЖ ИАЦ Управления Ветнадзора г.

Владимир/ Официальный сайт Россельхознадзора. ://www.v.u/v/ 2. ГОСТ 26075-84. Животные сельскохозяйственные. Методы лабораторной диагностики бе шенства/ Москва. 1984.

3. Шестопалов А. М. кологический полиморфизм и территориальная значимость различных вирусных патогенов: Автореф. дис. докт. биол. наук/ Новосибирск. 2010.

УДК:619:616.98:578.833.31:577. СРАВНИТЕЛЬНЫЙ АНАЛИЗ ИЗОЛЯТОВ ВИРУСА АЧС, ВЫДЕЛЕННЫХ НА ТЕРРИТОРИИ РФ В 2008-2011 ГГ. ПО ГЕНУ 1196.

Елсукова А.А. младший научный сотрудник;

Малоголовкин А.С., заведующий сектором изучения АЧС, кандидат биологических наук;

Газаев И.Х., аспирант;

Цыбанов С.Ж., заведующий лабораторией, доктор биологических наук, профессор ГНУ Всероссийский научно-исследовательский институт ветеринарной вирусологии и микробиологии Россельхозакадемии, г. Покров (49243)6-21-25, biophizika16@yandex.ru Ключевые слова: АЧС, ЦР, генотипирование В данной статье представлены результаты AFP-анализа вариабельного участка генома вируса АЧС – гена 1196 –отечественных изолятов вируса, выделенных во время вспышек заболева ния в 2008-2011 гг.

Введение. Африканская чума свиней (АЧС) вызывается ДНК-содержащим вирусом, един ственным представителем семейства Asfarviridae. Являясь контагиозной болезнью, с высоким процен том летального исхода, АЧС оказывает серьёзное влияние на социально-экономический аспект совре менного общества. В 2007-2008 годах АЧС регистрировалась в Абхазии, Армении, Южной Осетии, Рос сийской Федерации [Куриннов, 2008], существует высокий риск дальнейшего распространения заболе вания в страны Европы. Изоляты вируса АЧС, выделенные в различных географических зонах мира, а также полученные экспериментально, различаются по биологическим и генетическим свойствам.

На основании реакции задержки гемадсорбции (РЗГА) имеющиеся в коллекции микроорганизмов ГНУ ВНИИВВиМ штаммы вируса АЧС были разделены на восемь сероиммунотипов [Балышев и др., 2010].

В настоящее время наряду с изучением фенотипических признаков для классификации и определения родства микроорганизмов используют методы анализа генома, которые позволяют прово дить дифференциацию различных штаммов и изолятов.

Целью данной работы явилось молекулярно-генетическое изучение изолятов вируса АЧС, вы деленных из патматериала от домашних и диких свиней из неблагополучных регионов России в 2008 2011 гг. Для анализа был выбран вариабельный участок – ген 1196, который расположен в правой вариабельной области генома вируса АЧС.

Материалы и методы исследований.

В работе использованы пробы органов от павших или вынужденно убитых домашних и диких Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы свиней из Чеченской Республики, Северной Осетии, Краснодарского и Ставропольского края, Ростов ской, Оренбургской, Нижегородской и Ленинградской областей. ДНК выделяли из 10% - ной суспензии проб органов животных методом нуклеосорбции. Выделенную ДНК использовали для амплификации.

Исследования проводились на приборе PlCyl (Cb R, Австралия). Температурный ре Cb, жим реакции включал 5-минутную денатурацию при температуре 95 CC, за которой следовали 40 циклов, включающих 1 мин при 95 °C, 1 мин при 50 °C и 1 мин при 68 °C, и финальная 10-мин элонгация при 68°C.

Учет результатов реакции проводили с помощью электрофореза в агарозном геле. Документирование полученных результатов проводили с помощью гель-документирующей системы B-Rd (США).

Результаты исследований и их обсуждение.

На основании проведенных ранее исследований, изоляты выделенные на территории РФ при надлежат ко II генотипу вируса АЧС, к этому же генотипу относятся африканские изоляты (Замбия, Мозамбик, Мадагаскар) и изоляты выделенные на территории Грузии, Армении и Азербайджана в году. Кроме того, было показано, что отечественные изоляты не имеют различий по длине фрагментов 4 вариабельных участков генома [Галлардо и др., 2010].

С целью более детального анализа геномов отечественных изолятов нами выбран вариабель ный участок – ген 1196, который расположен в правой вариабельной области генома вируса АЧС.

В результате амлификации участка гена 1196, изоляты, выделенные в разное время в различ ных регионах РФ, имели одинаковый размер ПЦР-продукта около 500 п.о. (рис. 1).

Рис. 1. Электрофореграмма результатов амплификации гена 1196.

Треки: М-маркер молекулярного веса, 1-Северная Осетия, 2008, 2-Ставрополь, 2009, 3-КБР, 2010, 4-Ростов, 2010, 5-Нижний Новгород, 2011, 6-Ленинград, 2011, 7-Краснодар, 2011, 8-отрицатель ный контроль Поскольку фрагменты при одинаковой длине могли иметь различный нуклеотидный состав, дополнительно нами было проведено секвенирование полученных фрагментов. На основании его ре зультатов показано, что нуклеотидные последовательности гена 1196 оказались идентичными для всех анализируемых изолятов, выделенных в разное время в разных субъектах Российской Федерации.

Заключение.

Таким образом, результаты проведенных исследований, основанные на анализе пяти вариа бельных участков генома вируса АЧС - B602L, KP86R, BSj, J268L [Галлардо и др., 2010] - и гена свидетельствуют о едином происхождении изолятов, циркулирующих на территории РФ и отсутствия (в данных участках генома) каких-либо изменений.

Библиографический список.

1. Куриннов В.В., Колбасов Д.В., Цыбанов С.Ж., и др. Диагностика и мониторинг при вспыш ках африканской чумы свиней в республиках Кавказа в 2007-2008 гг. Ветеринария 10.2008г.

Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы 2. Биологические свойства вируса африканской чумы свиней, выделенных в российской Федерации/В.М. Балышев, В.В. куриннов, С.Ж. Цыбанов, Ю.Ф. Калантаенко, Д.В. Колбасов, В.В. Про нин, Г.К. Корнева//Ветеринария.-2010.-№7.- С. 25-28.

3. Филогенетический анализ полевых изолятов вируса африканской чумы свиней./ И.М. Ка лабеков, К. Галлардо, А.А. Елсукова, Е. Мартин, Д.В. Колбасов, С.Ж. Цыбанов, А.Г. Шендрик, М. Ариас // Ветеринария.-2010.- №5. – С.31-33.

УДК 619:611.4:636. ВЛИЯНИЕ МИКРОЭЛЕМЕНТОВ НА МОРФОЛОГИЮ ОРГАНОВ ПОРОСЯТ, ВАКЦИНИРОВАННЫХ ПРОТИВ КОЛИБАКТЕРИОЗА А.И. Жуков, С.С. Буткевич, Д.Н. Федотов УО «Витебская государственная академия ветеринарной медицины»

тел. 8(0232) Ключевые слова: морфология, микроэлементы, поросята, органы, препарат.

Работа посвящена морфологическому изучению органов поросят 17-27-дневного возраста.

Выявлены изменения в органах при применении препарата и вакцины.

Введение. В условиях промышленного животноводства большой ущерб наносят болезни, на возникновение которых оказывают влияние условия содержания, так называемые факторные болезни.

К их числу относится колибактериоз. Основное значение в комплексе мер борьбы с этой болезнью име ет специфическая профилактика, в том числе вакцинация. Однако она не всегда оказывается эффек тивной и во многих свиноводческих хозяйствах регистрируются вспышки заболевания со значительным отходом поросят. В связи с этим, при проведении профилактических мероприятий, направленных на борьбу с колибактериозом, многие исследователи считают необходимым, наряду со специфическими препаратами использовать средства, стимулирующие иммунный ответ и, следовательно, выработку напряженного иммунитета.

Целью нашей работы было изучение влияния отечественного препарата, содержащего микро элементы, «Дифсел» на органы иммунной и эндокринной систем поросят, вакцинированных против колибактериоза.

Материал и методы исследований. кспериментальная часть работы выполнена в услови ях промышленного свиноводческого комплекса. Исследования были проведены на поросятах белорус ской крупной белой породы 17-27-дневного возраста. В 17-дневном возрасте поросят вакцинировали инактивированной эмульгированной вакциной против колибактериоза (производства РУП «Институт экспериментальной ветеринарии им. Вышелесского»). Вакцину вводили подкожно, в области бедра, в дозе 0,5 мл на животное. Поросятам подопытной группы, кроме того, в 23-дневном возрасте внутри мышечно вводили препарат «Дифсел» в дозе 1 мл на животное. На 10 день опыта животных убивали и отбирали для гистологического исследования кусочки селезенки, лимфатических узлов, тимуса, щито видной и поджелудочной желез.

Результаты исследований и их обсуждение. В результате проведенных исследований уста новлено, что после вакцинации у поросят развивались изменения, свидетельствующие о развитии им мунного ответа на введенный антиген. В селезенке увеличивалось количество лимфоидных узелков. У поросят контрольной группы, вакцинированных без применения препарата, их количество составило 2,14±1,06 в поле зрения микроскопа, а у поросят подопытной группы, обработанных вакциной и пре Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы паратом, 7,4±2,07.

В лимфатических узлах подопытных животных также было больше узелков, по сравнению с контрольными, и количество их составило соответственно 3,03±0,71 и 1,2±0,5. У подопытных животных был больше и их диаметр в 1,43 раза, он составил в среднем 24,91 мкм.

В тимусе обработанных «Дифселом» животных расширялось корковое вещество по сравне нию с мозговым – соответственно 35,13±2,9 мкм и 20,02±4,65 мкм при 16,98±1,15 и 37,44±4,54 мкм в контроле. Параллельно увеличивалось количество телец Гассаля с 2,8±0,24 до 3,45±0,42.

В щитовидной железе после введения препарата резко уменьшился диаметр фолликулов – с 51,19±4,89 до 32,17±7,0 мкм.

В поджелудочной железе увеличивался диаметр долек с 22,3±6,52 до 40,52±3,32 мкм.

Заключение. Таким образом, результаты наших исследований показывают, что микроэлемен ты (йод, железо и селен), входящие в состав препарата «Дифсел», вызывают морфологические из менения в органах иммунной и эндокринной систем, свидетельствующие об активизации иммунного ответа на введенный парентерально бактериальный антиген.

БИОЛОГИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА ЭНТЕРОБАКТЕРИЙ РОДА HAFNIA И ИХ РОЛЬ В ПАТОЛОГИИ ЖИВОТНЫХ И ЧЕЛОВЕКА Золотухин Д.С., аспирант кафедры МВЭиВСЭ УГСХА А.С. Мелехин, начальник государственного учреждения Самарской области Тольяттинской городской станции по борьбе с болезнями животных.

Ульяновская государственная сельскохозяйственная академия Ключевые слова: гафнии, f l, биологические свойства, энтериты, распростране ние, чувствительность.

Аннотация: дан анализ литературных данных о биологических свойствах гафний, распространении, роли в патологии животных и человека, чувствительность к физико-химическим факторам.

Историческая справка Название рода Наа (происходящее от старого названия города Копенгаген) было дано V.

Mll в 1954 году [19]. Первые исследования бактерий с такими свойствами проведены S. Su и R.

Rug (1943), зарегистрировавшими их как Раасоl биотип 32011 [13]. Род На был включён в семейство Еb в 1958 г. В литературе прежних лет [13, 14] и некоторых современных руководствах они упоминаются под разными названиями: биотип 32011, группа Наа, Епb аlv, Вас u, Епb H [3,7,9].

В конце XX века Alb и соавторы описали ряд изолятов, «сходных с H lv», выделенных из фекалий детей Бангладеш в возрасте младше 5 лет, страдающих диареями [11]. Связь между H lv и бактериальными гастроэнтеритами была подтверждена рядом описаний клинических наблюдений, документирующих роль этого вида как возбудителя желудочно-кишечных заболеваний [9, 17]. Многие работы, поддерживающие роль гафний как возбудителя кишечных инфекций, как показывают последние генетические исследования, относят к ним другого актуального патогена, E lb [3, 10, 12].

Изначально, у учёных, гафния вызывала интерес лишь как возбудитель паратифа пчёл. Во второй половине ХХ века было выяснено, что эта бактерия, наряду с другими энтеробактериями, Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы способна обуславливать ряд заболеваний у некоторых видов животных. Клинико-лабораторные дифференциально- диагностические критерии гафниоза человека были разработаны в 2009г [3].

Морфология Возбудитель — H lv - мелкая, грамотрицательная с закругленными концами полимерная палочка, длиной 1-2 и шириной 0,3-0,5 мкм;

спор не образует, хорошо красится всеми анилиновыми красителями [8].

Культуральные свойства H lv не прихотлива к питательным средам и хорошо размножается на всех простых средах в аэробных и анаэробных условиях (факультативные анаэробы). Оптимальными условиями роста являются температура 22—37 °C и рН 7,2—7,4. [7].

На питательном агаре в течение суток бактерии образуют небольшие голубоватые полупрозрачные колонии, которые легко снимаются бактериологической петлей. На вторые сутки колонии сливаются в общее наложение, приобретают мутный вид, становятся клейкими. Центр колонии буреет, а на ее поверхности образуется возвышение в виде валика.

На средах для энтеробактерий (ндо, Левина) образуют полупрозрачные мутноватые колонии, бесцветные или имеющих оттенок цвета среды культивирования (розовой или сероватый), напоминают по виду и размерам колонии некоторых лактозоотрицательных энтеробактерий, в частности шигелл и сальмонелл. На среде Плоскирева растут скудно, на висмут-сульфит-агаре не растут [3,8].

В жидких средах гафнии дают помутнение. На поверхности бульона иногда появляется сероватая пленка;

на картофеле образует буровато-желтое, иногда серое слабое наложение, издающее неприятный запах, напоминающий преющий картофель. [3] Гафнии при 20°С приобретают подвижность, при 37°С эти свойства теряются.

Биохимические (ферментативные) свойства Бактерии рода H обладают невысокой ферментативной активностью. Характерной особенностью гафний является то, что при сбраживании глюкозы, происходит ферментация сахара с образованием одной только кислоты, в то время как остальные энтеробактерии (за исключением Y 22-24°C) сбраживают глюкозу как с образованием кислоты, так и с образованием газа одновременно.

При изучении ферментативной активности бактерий рода H обращает на себя внимание изучение их в зависимости от температуры культивирования. та особенность используется с целью дифференциальной идентификации H от других микроорганизмов при постановке реакции с метиленовым красным, Фогеса-Проскауэра, при учёте ферментации глюкозы, утилизации цитрата на среде Симонса, а также в ряде случаев при определении подвижности [2,5]. Более наглядно биохимические свойства бактерии изображены в таблице 1.

Таблица 1. Ферментативные свойства Hfni vi ТЕСТЫ HAFNIA (22-24’C) Глюкоза (К) Лактоза + Сахароза Маннит + Дульцит Мальтоза + Сорбит Реакция с метилротом Реакция Фогес-Проускауэра + Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы Среда Симсона + Индол Сероводород Мочевина Желатин Фенилаланин Лизин + Орнитин + Обозначения:

«+» - положительная реакция (ферментация сахара с образованием кислоты и газа, рост на среде и т.д.) «-» - отрицательный результат.

«+-» - различные показатели (к) – ферментация сахара с образованием только кислоты.

Распространённость Гафнии встречаются во внешней среде (почва, вода, пищевые продукты), выделяются при кишечных инфекциях, уроинфекциях, пневмонии, сепсисе человека и животных [3].

Ввиду отсутствия статистических данных и весьма ограниченных литературных сведений в настоящее время не представляется возможность определить широту распространения кишечных и септических заболеваний животных, этиология которых связана с бактериями вида H lv. Тем не менее, исходя из имеющихся даже не многих сообщений по этому вопросу, можно отметить, что патогенные штаммы гафнии довольно часто циркулируют как на животноводческих фермах, небла гополучных по массовым желудочно-кишечным заболеваниям, так и на пчеловодческих хозяйствах и пасеках. Большое число микробиологических исследований показывает, что в качестве источника инфицирования гафниями могут выступать млекопитающие, птицы, рептилии и рыба [2,3,5,9].

Наиболее часто животные-носители гафний встречаются среди зайцеобразных (заражённость 71,05%) и грызунов (серая крыса – заражённость 60,14% и домовая мышь – заражённость 51,61%) [3]. Последние два вида, по мнению автора, являлись основным источником возбудителя инфекции и в синантропных биотопах. Анализ сезонной динамики заражённости диких животных показал, что наибольшее количество зверьков, от которых была выделена H lv, отлавливались весной ( или 33,2%) и летом (58 или 17,2%). Весенне-летний пик выделения гафний среди диких животных может быть причиной подъёма заболеваемости среди людей, контактирующих с синантропными грызунами).

Результаты исследований З.Т. Жумагельдиновой (2009) показали, что наиболее частым ре, зервуаром гафний служил крупный рогатый скот (показатель заражённости 42,38%). Достаточно часто H lv выделяли и от мелкого рогатого скота: показатель заражённости исследованного поголовья, по данным автора, составил 40,5%. По сравнению с КРС и МРС лошади значительно реже оказывались носителями гафний (показатель заражённости составил лишь 19,05%), несмотря на то, что по данным литературы, именно у лошадей гафнии вызывают инфекционные аборты. Учитывая тесный контакт приотарных и дворовых собак в частных подворьях с КРС и МРС, высокий уровень заражённости гафниями этих животных, по мнению является вполне закономерным (43,75%).

Из анализа уровня заболеваемости гафниозом людей, проводимый для первичной оценки эпидемиологического и социального значения данной нозологии в Семипалатинском регионе Восточно Казахстанской области, проведенного Жумагельдиной З.Т. (2009), в период с 2001 по 2008 годы, по,, казал, что удельный вес случаев гастроинтестинальной патологии, обусловленных H. lv, в общей этиологической структуре острых кишечных инфекций, вызванных условно-патогенной флорой, соста, вил 11,81%. Опираясь на эти данные, автор считает, что как возбудитель кишечных инфекций, гафнии занимают 4-е место среди других представителей условно-патогенной микрофлоры после Eb, Sylu и Cb.

Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы Гафния, как возбудитель паратифа пчёл, встречается на пасеках многих стран мира.

Заболевание регистрируется чаще всего в конце зимы и весной [1,6].

Источники инфекции и пути заражения.

Занос гафнии в репродуктивные помещения, в здание ферм, на территорию животноводческого и (или) пчеловодческого хозяйства может происходить через различные источники: фекалии грызунов, кошек, собак, обитающих на ферме, контаминированные этими бактериями корма и воду.

Нельзя исключать возможность заноса инфекта работниками хозяйств, которые будучи бактерионосителями и бактериовыделителями после переболевания инфекцией, обусловленной гафниями [1,9].

Однако наиболее массовыми источниками контаминации животноводческих помещений патогенными бактериями (в том числе и гафнией), являются первые заболевшие особи, выделяющие с фекалиями и выделениями огромное количество бактерий [3,5,9]. Последние быстро распространяют ся по всему помещению через инвентарь для его уборки, обувь обслуживающего персонала, навозные стоки и другие предметы. Следует учитывать то, что выжившие после переболевания животные могут в течении длительного срока оставаться бактерионосителями и распространять с фекалиями возбу дителей болезни в окружающую среду. Особенно легко заражается молодняк при непосредственном контакте здоровых животных с больными.

У животных, человека, рыб, рептилий и насекомых заражение происходит алиментарным путём. Возбудитель с кормом и водой попадает в пищеварительную систему, и при пониженной резистентности организма быстро размножается, вызывая интоксикацию. В результате нарушаются процессы расщепления и всасывания питательных веществ, усиливается перистальтика кишечника[3].

У пчёл возникновению и распространению болезни также способствуют нарушения в кормлении (наличие пади или пестицидов в зимних кормах, вызывающих увеличение порозности кишечной стенки) и содержании (повышенная влажность и беспокойство пчел в зимовнике). Предрасполагают к заболеванию длительная зимовка, неблагоприятные погодные условия, отсутствие нектаровыделения, длительные перерывы в медосборе. Частой особенностью гафниоза является одновременное поражение нескольких пасек на местности[1,6].

Клиническая картина Клинические признаки желудочно-кишечных заболеваний молодняка животных, вызванные гафниями, не отличаются от картины, обусловленной другими видами патогенных энтеробактерий, тем более, что в большинстве случаев, у млекопитающих, заболевание протекает в форме смешанной инфекции, о чём указывалось выше [4,9].

У пчёл проявлению гафниоза способствуют неблагоприятные условия содержания пчелиных семей: высокая влажность в улье, недостаточное утепление гнезд, дождливая и холодная погода и т.

д. Тяжело протекает заболевание при наличии в меде пади, большого количества незапечатанного меда, недостатке перги. Возбудитель передается от больных пчелиных семей к здоровым при подкормке инфицированными медом и пергой, пользовании общей поилкой, использовании инфицированных ульев и другого пчеловодного инвентаря. В годы, благоприятные для развития болезни, заболевание протекает очень тяжело, вызывая резкое ослабление и гибель большого количества пчелиных семей. При проникновении возбудителя в гемолимфу и его интенсив ном размножении отмечают интоксикацию и септицемию, которые и приводят к гибели пчел. [4,6].

Заражение пчел возможно при скармливании клеток возбудителя, опрыскивании, содержании здоровых насекомых в садках, где ранее находились инфицированные особи. Признаки поражения и гибель зараженных пчел отмечают на 3-12 день, но иногда и через 24 ч [1,6,7].

Н. lv обнаружена в кишечнике здоровых рабочих пчел, трутней, маток, на куколках и перге в нормально функционирующих семьях пчел. Фактором передачи инфекции служит загрязненная возбудителем окружающая среда. Дальнейшему распространению микроорганизма способствуют пчелы и различные насекомые. Пчелы, осы, шмели, муравьи и особенно клещ варроа могут быть переносчиками возбудителя как внутри семьи, так и между насекомыми на местности.

Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы Возникнув, заболевание быстро распространяется внутри пасеки за счет пчелиного воровства и манипуляций пчеловода. Очевидно, существует определенная породная чувствительность пчел к заражению.

Заболевание у пчёл отмечают весной и осенью, в ряде случаев гибель последних регистрируют в зимне-весенний период [1,6].

Гафниоз встречается в семьях пчел как самостоятельное заболевание или чаще при смешанных инфекциях, в ассоциации с варроозом, нозематозом или обоими сразу. Отмечены также случаи одновременного поражения семей пчел гафнией, вирусом хронического паралича, шигеллами и сальмонеллами.

В период зимовки пчелы беспокоятся, клуб распадается, на дне улья много погибших насекомых. От улья исходит неприятный запах, реакция семьи на стук и свет отсутствует. Пчелы темнеют, медленно передвигаются по сотам, некоторые выходят из летка. Крылья расставлены, брюшко раздуто, при надавливании выделяется светло-желтая, коричневая, грязно-серая жидкая слизистая масса с неприятным запахом [5]. Иногда леток, наружная передняя и внутренние стенки улья, соты покрыты пятнами фекалий. Облет вялый, недружный, вокруг улья много неподвижно сидящих, медленно ползающих, не способных к полету или перелетающих на небольшие расстояния, прыгающих пчел, у некоторых насекомых отмечают параличи ног. Семьи пчел часто погибают до появления в них расплода в зимовнике или в течение 7-8 дней после выставки, многие семьи резко ослабевают и в дальнейшем плохо развиваются, не дают продукции. Ослабшие осенью семьи нередко гибнут в период зимовки. [1].

Клинические признаки заболевания у шмелей обычно проявляются через 1-4 дня после выво да маток из диапаузы. Больные шмели малоподвижны, брюшко увеличено, кал жидкий, клейкий, корич невого цвета, с неприятным запахом. Насекомые погибают в течение 3-8 дней.

Известен ряд научных данных о том, что H способна вызывать у людей целый ряд заболеваний, таких как менингит, диарею, некротизирующий энтероколит, пневмонию, инфекции моче,,, выводящих путей, эндофтальмит и инфекции мягких тканей [3, 15, 20, 22]. Соответственно у каждого из вышеперечисленных заболеваний будет своя собственная клиническая картина.

У человека различают гастроинтестинальную (в том числе гастритический, гастроэнтеритический и гастроэнтероколитический вырианты) и генерализованная формы гафниоза. Заболевание, вы енерализованная, раженное гастроинтестинальной формой, у группы больных протекало в виде инфекционного гастрита в сочетании со слабо выраженным энтеритическим синдромом и преобладанием симптомов интоксикации и / или обезвоживания. При этом заболевание характеризуется бурным началом–болями в эпигастральной области, многократной (более 10 раз) рвотой, интоксикацией, которая проявлялась слабостью, недомоганием, головной болью, повышением аксилярной температуры тела. При генерализованной форме заболевание протекет на неблагоприятном преморбидном фоне: отмечается анемия II и III степени, В 4 из 5 случаев заболевание протекает в среднетяжёлой форме, токсикоз умеренно выраженный в первые 3-4 дня, температура тела 38-39°C, однократная, чаще повторная рвота, стул частый до 10-15 раз в сутки, что может привести к развитию эксикоза I степени [3].

Патологоанатомические изменения При гафниозе пчёл патологические изменения чётко выражены [1,6,8]. Гемолимфа мутная, иногда белая. Грудные мышцы темно-серого, коричневого или черного цвета. Средняя и тонкая кишка отечны, растянуты, заполнены грязно-серым или серо-бурым содержимым. Задняя кишка переполнена, серого цвета.

Гистологически отмечают разрушение перитрофической мембраны средней кишки на отдельных участках или на всем протяжении, остатки мембраны в виде бесформенного оксифильного детрита прилегают к деге-нерированному эпителию. Мышечные волокна растянуты, границы их плохо прослеживаются. Аналогичные изменения отмечены в кутикулярном слое и эпителии тонкой кишки [1,8].

Гафниоз животных, как самостоятельное заболевание, по патологоанатомическим изменениям идентифицировать очень сложно, так как клиническая картина и соответственно патологоанатомические Ветеринарная медицина XXI века: инновации, опыт, проблемы и пути их решения Актуальные проблемы заразных болезней животных, микробиологии, биотехнологии и ветеринарно-санитарной экспертизы изменения этого заболевания сходны с проявлениями ряда других заболеваний, вызванных энтеробактериями.

Выживаемость и устойчивость к физико-химическим факторам Н. lv сохраняет жизнеспособность в меде до 70-90 дней. В воске при 14-28°С выживает до 146 дней, при 4°С — 210 дней, в перге — 300 дней, на сотах при 4°С — 240 дней, на стенках ульев — 200-270 дней [1].

Кипячение убивает микроорганизм за 1-2мин, прогревание при 60-85°С – за 10-30 мин;

0,1% ный раствор гидроксида натрия – за 3 ч;

0,5%-ный раствор гидроксида натрия — за 35-85 мин;

смесь 5%-ной карболовой кислоты и формалина — за 1-5 мин;

в 0,025%-ном растворе прополиса возбудитель остается жизнеспособным в течение 1 суток [4,8].

Чувствительность к антибактериальным препаратам Несмотря на отсутствие полного объёма информации, можно полагать, что устойчивость гафний к антибактериальным средствам принципиально не отличается от таковой у прочих энтеробактерий.

Большинство изолятов чувствительны к аминогликозидам, хлорамфениколу, тетрациклинам, сульфаниламидам и нитрофуранам, но бактерии часто могут быть резистентными к ампициллину и цефалоспоринам первого и второго поколений [18, 21]. Однако были обнаружены штаммы, устойчивые к некоторым цефалоспоринам третьего поколения, пиперациллину и азтреонаму [18]. В конце 80-х гг.

ХХ века С. Пенкост указал на разную чувствительность гафний к аминогликозидам;

до 80% изолятов оказались устойчивы к стрептомицину и канамицину, сохра- няя чувствительность к гентамицину, то брамицину, амикацину и нетилмицину [7].

Устойчивость гафний к B-лактамным антибиотикам обусловлена наличием плазмидных и хро мосомных генов, кодирующих синтез B-лактамаз различных групп [16]. Наличие продуктов, определяю щих резистентность бактерий к антибиотикам других классов (например, ферментов, инактивирующих аминогликозиды), нуждается в своём подтверждении [7].

Библиографический список 1. Бессарабов Б. Ф., Вашутин А. А., Воронин Е. С. и др.;

Под ред. Сидорчука А. А. Инфекционные болезни животных. — М.: Колос, 2007. – С. 525-527.



Pages:     | 1 |   ...   | 2 | 3 || 5 | 6 |   ...   | 12 |
 



 
© 2013 www.libed.ru - «Бесплатная библиотека научно-практических конференций»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.