авторефераты диссертаций БЕСПЛАТНАЯ БИБЛИОТЕКА РОССИИ

КОНФЕРЕНЦИИ, КНИГИ, ПОСОБИЯ, НАУЧНЫЕ ИЗДАНИЯ

<< ГЛАВНАЯ
АГРОИНЖЕНЕРИЯ
АСТРОНОМИЯ
БЕЗОПАСНОСТЬ
БИОЛОГИЯ
ЗЕМЛЯ
ИНФОРМАТИКА
ИСКУССТВОВЕДЕНИЕ
ИСТОРИЯ
КУЛЬТУРОЛОГИЯ
МАШИНОСТРОЕНИЕ
МЕДИЦИНА
МЕТАЛЛУРГИЯ
МЕХАНИКА
ПЕДАГОГИКА
ПОЛИТИКА
ПРИБОРОСТРОЕНИЕ
ПРОДОВОЛЬСТВИЕ
ПСИХОЛОГИЯ
РАДИОТЕХНИКА
СЕЛЬСКОЕ ХОЗЯЙСТВО
СОЦИОЛОГИЯ
СТРОИТЕЛЬСТВО
ТЕХНИЧЕСКИЕ НАУКИ
ТРАНСПОРТ
ФАРМАЦЕВТИКА
ФИЗИКА
ФИЗИОЛОГИЯ
ФИЛОЛОГИЯ
ФИЛОСОФИЯ
ХИМИЯ
ЭКОНОМИКА
ЭЛЕКТРОТЕХНИКА
ЭНЕРГЕТИКА
ЮРИСПРУДЕНЦИЯ
ЯЗЫКОЗНАНИЕ
РАЗНОЕ
КОНТАКТЫ

Pages:   || 2 | 3 | 4 | 5 |   ...   | 10 |
-- [ Страница 1 ] --

Министерство образования и науки Российской Федерации

ГОУ ВПО «Сибирский государственный технологический университет»

МОЛОДЫЕ УЧЕНЫЕ В РЕШЕНИИ

АКТУАЛЬНЫХ ПРОБЛЕМ

НАУКИ

Сборник

статей студентов, аспирантов и молодых ученых по итогам

Всероссийской научно-практической конференции,

посвященной 80-летию

Сибирского государственного технологического университета

(13-14 мая 2010 г.)

Том 2 Красноярск 2010 Молодые ученые в решении актуальных проблем науки:

Всероссийская научно-практическая конференция. Сборник статей студентов, аспирантов и молодых ученых. - Красноярск: СибГТУ, Том 2, 2010. – 328 с.

Организация и проведение конференции, издание сборника осуществлялось при поддержке КГАУ «Красноярский краевой фонд поддержки научной и научно-технической деятельности»

Редакционная коллегия:

Буторова О.Ф. - доктор сельскохозяйственных наук, профессор;

Артемьев О.С. - доктор сельскохозяйственных наук, профессор;

Козинов Г.Л. - доктор технических наук, профессор;

Лозовой В.А. - доктор технических наук, профессор;

Рубчевская Л.П. доктор химических наук, профессор;

Алашкевич Ю.Д. - доктор технических наук, профессор;

Пен Р.З. – доктор технических наук, профессор;

Ермолин В.Н. доктор технических наук, профессор;

Мелешко А.В. – кандидат технических наук, доцент;

Степень Р.А. – доктор биологических наук, профессор;

Воронин В.М. – кандидат технических наук, доцент;

Рогов В.А. - доктор технических наук, профессор;

Поляков Б.В. – кандидат химических наук, доцент;

Круглякова Л.А. – доктор химических наук, профессор;

Роот Е.В. – кандидат химических наук, доцент;

Аксеновская Н.А. - кандидат экономических наук, доцент;

Лобанова Е.Э. – кандидат экономических наук, доцент;

Шестакова И.М. – кандидат экономических наук, доцент;

Вострова А.А. – кандидат экономических наук, доцент;

Рудакова Г.М. – кандидат физико-математических наук, доцент;

Доррер Г.А. – доктор технических наук, профессор;

Викторук Е.Н. – доктор философских наук, доцент;

Игнатова В.В. – доктор педагогических наук, профессор.

ISBN 5 – 8173 – 0300 – ГОУ ВПО «Сибирский государственный технологический университет», ТЕХНОЛОГИЯ И ОБОРУДОВАНИЕ ХИМИЧЕСКОЙ ПЕРЕРАБОТКИ ДРЕВЕСИНЫ УДК 628: ПОЛУЧЕНИЕ СУБСТРАТОВ ИЗ ВЕГЕТАТИВНОЙ ЧАСТИ ТОПОЛЯ А.Г. Капустинская рук. - д.т.н., профессор Е.В.Исаева ГОУ ВПО «Сибирский государственный технологический университет»





г. Красноярск В настоящее время является актуальной проблема поиска доступного и дешевого сырья для промышленной биотехнологии, с помощью которой можно получать различные препараты, в том числе белковые кормовые добавки, препараты для защиты растений и др. К числу перспективных субстратов для культивирования микроорганизмов, основываясь на имеющихся в литературе сведениях, можно отнести и вегетативную часть тополя бальзамического [1]. В частности, в работах, проводимых в проблемной лаборатории СибГТУ, показана возможность использования почек и однолетних побегов тополя бальзамического как сырья для микробиологических производств. Проблема утилизации одревесневших побегов, на долю которых приходится значительная доля вегетативной части, остается нерешенной.

Целью настоящей работы явилось продолжение исследований возможности получения субстратов для биохимических производств из вегетативной части тополя бальзамического, используя в качестве объекта ветви тополя.

На первом этапе работы проводилось изучение химического состава древесины ветвей тополя бальзамического.

Как показывают результаты таблицы 1, на долю полисахаридов в среднем в древесине ветви тополя приходится 41,09 %, из них 27,80 % это трудногидролизуемые полисахариды, что согласуется с литературными данными [1]. Полисахариды могут являться источником углеводного питания для микроорганизмов.

Содержание лигнина в ветви тополя составляет до 28 %, что характерно для всего рода Populus (22,8 % от а.с.с.) [2].

Как показали наши исследования, на долю водорастворимых веществ в древесине ветви тополя приходится до 13 %, что в 1,5-2 раза выше, чем в однолетних побегах и почках тополя [3]. В составе водного экстракта установлено наличие веществ, обладающих редуцирующей способностью, что позволяет рассматривать экстракт, как потенциальный субстрат для культивирования микроорганизмов.

Результаты анализа химического состава образцов, отобранных в апреле с 2008 2010 г. приведены в таблице 1.

Таблица 1 Химический состав ветвей тополя бальзамического Наименование Содержание, % от а.с.в.

компонента 2008 г. 2009 г. 2010 г. ±Sm Зольность 2,65 0,60 0,56 1,27±0, Экстрактивные вещества, экстрагируемые водой 9,06 13,53 13,61 12,06±1, Экстрактивные вещества, экстрагируемые этиловым 13,72 12,13 6,77 10,87±2, спиртом Всего экстрактивных веществ 22,87 25,66 20,38 22,93±3, Легкогидролизуемые полисахариды 13,42 15,05 11,40 13,29±1, Трудногидролизуемые полисахариды 27,51 27,09 28,80 27,80±5, Всего полисахаридов 40,93 42,14 40,20 41,19±6, Лигнин 20,57 28,15 28,15 25,62±2, Содержание экстрактивных веществ в древесине ветви тополя, значительно больше, чем в древесине, но меньше, чем в побегах (33 %) и почках (48%) [3].

При исследовании лигноуглеводного комплекса послеэкстракционного остатка древесины ветви тополя видно, что на долю полисахаридов в твердом остатке приходится 60 % полисахаридов, что дает основание рассматривать ветви тополя в качестве потенциального сырья для получения субстратов при производстве белковых кормовых дрожжей.





Нами был исследован полисахаридный комплекс древесины ствола тополя, где содержание легкогидролизуемых полисахаридов составило 11,8 %, трудногидролизуемых полисахаридов 36,5 % от а.с.с.

Полученные результаты дают основание рекомендовать данное сырье для переработки методом гидролитической деструкции с целью дальнейшей биохимической переработки гидролизата.

На втором этапе исследований проводилось культивирование микроорганизмов на субстратах из вегетативной части тополя.

В качестве субстратов использовали гидролизаты ветви и стволовой части тополя с концентрацией редуцирующих веществ 0,62 и 0,8 % соответственно;

водный экстракт ветви тополя и кубовая жидкость после гидродистиляции эфирных масел, в которых концентрация РВ составляет 0,7 %.

Результаты культивирования дрожжей Candida skotti приведены в таблице 2.

Таблица 2 – Результаты культивирования дрожжей Candida skotti на различных субстратах Концентрация дрожжей, х 107 КОЕ/см3 субстрата Субстрат засевная Продолжительность культивирования, ч 3 6 9 30 Гидролизат 0,13 1,84 2,85 2,63 2,30 2, ветви тополя Гидролизат не опре 0,15 2,82 8,41 2,16 1, древесины деляли тополя Водный 0,14 0,38 0,72 1,05 0,71 0, экстракт не опре- не опре 0,2 1,10 1,04 0, Кубовая жидкость деляли деляли Из таблицы 2 видно, активнее дрожжи развиваются на гидролизате древесины тополя, о чем свидетельствует интенсивное увеличение клеток. Так, к 6-му часу культивирования количество дрожжевых клеток увеличилось в 56 раз, на гидролизате ветви тополя в 22 раза.

В водном экстракте за 9 ч культивирования концентрация дрожжей увеличивается в 7,5 раз от 0,14·107 до 1,05·107 КОЕ/см3 субстрата. Исследование культуральной жидкости через 30 ч культивирования показало, что дрожжами было утилизировано % РВ.

Наименее интенсивное культивирование микроорганизмов проводилось на кубовой жидкости после гидродистиляции эфирных, где рост дрожжевых клеток за 9 ч увеличился в 6 раз.

Таким образом, проведенные исследования показали пригодность субстратов, полученных из вегетативной части тополя, для культивирования микроорганизмов, таких как дрожжей Candida skotti.

Библиографический список:

Исаева, Е.В. Комплексная переработка вегетативной части тополя 1.

бальзамического с получением биологически активных продуктов: Автореф. дис… д-ра техн. наук: 05.21.03 / Е.В. Исаева. Красноярск, 2009.- 46 с.

Биологический энциклопедический словарь / Под ред. М.С.Гилярова.- М.:

2.

Большая Рос.энцикл., 1995.- 864 с.

Иванников, С.П. Тополь / С.П. Иванников.- М.: Лесн.пром-сть, 1980.-82 с.

3.

УДК 665. ХИМИЧЕСКИЙ СОСТАВ БИОМАССЫ MALUS BACCATA М.С. Петухова рук. – д.х.н., профессор Л.П. Рубчевская ГОУ ВПО «Сибирский государственный технологический университет»

г. Красноярск Malus baccata широко распространена в Сибири и своей популярностью она обязана высокой зимостойкости и плодовитости. Вегетативная часть Malus baccata, несмотря на то, что она содержит большое количество биологически активных веществ, не востребована для промышленной переработки вследствие недостатка сведений о химическом составе. Известные в настоящее время способы переработки не позволяют в полной мере использовать растение как сырье.

В этой связи становится актуальной разработка комплексной технологии переработки биомассы Malus baccata, для чего были проведены исследования химического состава биомассы.

В представленной работе приведены результаты исследования химического состава вегетативной части Malus baccata, собранной в период плодоношения (сентябрь месяц).

Биомассу высушивали по условиям, предусмотренным Государственной фармакопеей. Химический состав биомассы Malus baccata исследовался по методикам изложенным в: [1 -6 ].

Таблица 1- Химический состав вегетативной части Malus baccata, % а.с.м.

Наименование листья побеги Вещества, извлекаемые гексаном 0,86 0, Вещества,извлекаемые 96 %этанолом 12,13 8, Вещества, извлекаемые водой 19,34 8, Легкогидролизуемые полисахариды 17,12 7, Трудногидролизуемые полисахариды 8,31 17, Хлорофилл А +В, мг% 21,80 1, Каротиноиды, мг% 1,04 0, Водорастворимые пектиновые вещества 0,07 0, Протопектин 0,19 0, Липиды 0,23 0, Витамин В1, мг% 3,41 0, Витамин Р, мг% 0,13 0, В таблице 1 приведены результаты исследования содержания экстрактивных веществ. При этом количество веществ, извлекаемых 96 % - ным этиловым спиртом многократно превышает содержание веществ, экстрагируемых гексаном. Количество экстрактивных веществ, извлекаемых гексаном, 96 % - ным этиловым спиртом и водой из листьев значительно больше, чем из побегов и составляет 0,86 мг%, 12,13 мг% и 19,34 мг% соответственно.

Доля легкогидролизуемых, трудногидролизуемых, полисахаридов и лигнина в биомассе Malus baccata различна. Содержание легкогидролизуемых полисахаридов в листьях (17,12 %) вдвое выше их содержания в побегах (7,41 %), а количество трудногидролизуемых полисахаридов в побегах составляет 17,19 %, в то время как в листьях их содержание ниже: 8,31 %.

Пигменты являются важными соединениями растений. Результаты исследования содержания хлорофиллов и каротиноидов в биомассе Malus baccata приведены в таблице 1. Результаты исследований показывают, что в составе пигментов преобладают хлорофиллы. Наибольшее их количество, как следовало ожидать, содержится в листьях (71,80 мг%). В побегах содержание хлорофиллов ниже (9,74 мг%). В вегетативной части Malus baccata найдено незначительное количество каротиноидов : оно составляет в листьях – 1,04 мг%, а в побегах – 0,23 мг%.

Среди пектиновых веществ в вегетативной части преобладает протопектин, причем в листьях его содержание (0,19%) в три раза превышает содержание водорастворимых пектиновых веществ (0,07%);

в побегах содержание протопектина (0, % ) превышает содержание водорастворимых пектиновых веществ (0,03 % ) в четыре раза.

Количество липидов преобладает в листьях, их количество составляет 0,23 % от а.с.м., в побегах этот показатель ниже и составляет 0,04% от а.с.м.

В плодах и ягодах обнаружены почти все известные в настоящее время витамины. Многие из них содержатся в плодах и ягодах в очень малых количествах.

Результаты исследования показывают, что в различных частях растения содержание витаминов неодинаково. Как в листьях, так и в побегах преобладает витамин В1, причем его содержание в листьях многократно выше, чем в побегах. Содержание витамина Р в вегетативной части Malus baccata составляет: в листьях – 0,13 мг%, в побегах: 0,03 мг%.

Таким образом, изучение химического состава Malus baccata, дает возможность вовлечь растение в производство натуральных экстрактов, что осуществляется путем комплексной переработки, которая вносит вклад в решение природоохранной задачи рационального использования растительного сырья.

Библиографический список:

Государственная фармакопея СССР. – 11-е изд. - М., 1989. - Т. 2. – 389 с.

1.

Оболенская А. В., Ельницкая З. П., Леонович А. А. Лабораторные работы по 2.

химии древесины и целлюлозы. – М.: Экология. – 1991. – 320с.

Рязанова Т. В., Чупрова Н. А., Исаева Е. В. Химия древесины: Учеб. пособие для 3.

студентов спец-стей 26.03.03, 26.03.04 всех форм обучения. – Красноярск: КГТА, 1996.

– 358 с.

Методы определения витаминов (химические и биологические) /Под ред. А.

4.

Девятнина. - М.: Пищепромиздат, 1954. – 135 с.

Методы биохимического анализа растений /Под ред. В. В. Полевого. - Л., 1978. 5.

С. 90-100.

Донченко Л.В. Технология пектина и пектинопродуктов.- М: ДеЛи, 2000.- 255с.

6.

УДК 664. ПОТРЕБИТЕЛЬСКИЕ СВОЙСТВА ПЕКТИНОВЫХ ВЕЩЕСТВ ИЗ ДРЕВЕСНОЙ ЗЕЛЕНИ СОСНЫ ОБЫКНОВЕННОЙ Е.А. Речкина рук. – д.х.н., профессор Л.П. Рубчевская;

к.т.н., доцент ГА. Губаненко ГОУ ВПО «Сибирский государственный технологический университет»

г. Красноярск На сегодняшний день в России одной из важнейших задач является увеличение производства высококачественный пищевых продуктов и их ассортимента. Создание продуктов питания в настоящее время немыслимо без применения пищевых и биологически активных добавок. Пектиновые вещества принадлежат к пищевым добавкам растительного происхождения.

Пектиновые вещества обладает уникальными свойствами, одним из которых является способность образовывать комплексы с тяжелыми металлами (свинец, ртуть, цинк, кобальт, молибден и пр.), радиоактивными элементами и выводить их из организма человека. Кроме того, пектиновые вещества способствуют сорбции и выведению из организма биогенных токсинов, анаболиков, ксенобиотиков, продуктов метаболизма, способных накапливаться в организме: холестерина, желчных кислот.

Другими потребительскими свойствами пектиновых веществ являются способность образовывать студни в присутствии сахара и кислоты. Эти свойства пектинов широко используются в пищевой промышленности при производстве конфет, фруктовых начинок, кондитерских желейных и пастильных изделий, молочных продуктов, десертов, мороженного, комбинированного масла, майонеза, кетчупа.

В настоящее время потребность в пектиновых веществах значительно превышает объемы его производства. Учитывая профилактическую норму потребления пектиновых веществ (4 грамма на человека в сутки), его количество при круглогодичном потреблении в профилактических пищевых продуктов только 100 млн.

человек составляет свыше 70 тыс. тонн в год.

Большинство пектиновых веществ, используемых отечественной пищевой промышленностью, импортируются из - за границы. Основные мощности производства пектиновых веществ располагаются в Германии, Чехии и Дании, откуда они и поступают на российский рынок.

Пектиновые вещества находятся практически во всех растениях. Основным сырьем для получения пектиновых веществ являются яблочные выжимки, свекловичный жом, отходы цитрусовых, корзиночки подсолнечника[2], но для Сибири эти виды сырья не являются единственным источником для получения пектиновых веществ.

Особый интерес в качестве сырья для получения широкого ассортимента ценных продуктов представляет древесная зелень хвойных пород. Древесная зелень сосны обыкновенной может служить сырьем для получения хлорофилло - каротиновой пасты, эфирного масла, воска, а так же пектиновых веществ. Полученные продукты могут использоваться в пищевой и фармацевтической промышленности.

Целью настоящего исследования являлось изучение потребительских свойств пектиновых веществ древесной зелени сосны обыкновенной.

Пектиновые вещества, выделенные из различных источников сырья, отличаются составом и функциональными свойствами. Нами разработана технология пектиновых веществ из древесной зелени сосны обыкновенной. Определены органолептические показатели полученных образцов пектиновых веществ. Результаты исследований представлены в таблице 1.

Таблица 1 – Органолептические показатели пектиновых веществ древесной зелени сосны обыкновенной Наименование показателя Характеристика Внешний вид Порошок тонкого помола без посторонних примесей. Допускается наличие волокнистой фракции пектина в виде хлопьев.

Вкус Слабокислый Запах Отсутствует Цвет От светло – серого до кремового Результаты исследований показали, что полученные пектиновые вещества древесной зелени сосны обыкновенной по органолептическим показателям полностью соответствуют ГОСТ 29186 - 91[2].

Одним из показателей влияющих на технологические свойства пектиновых веществ является зольность. Известно, что количество зольных элементов определяет качество пектиновых веществ, влияя на желирующую способность: чем ниже зольность, тем лучше желирующая способность. Зольность пектиновых веществ древесной зелени сосны обыкновенной не превышает 10 %. Полученные результаты подтверждают хорошую желирующую способность пектиновых веществ древесной зелени сосны обыкновенной.

Таким образом, полученные результаты по изучению потребительских свойств пектиновых веществ древесной зелени сосны обыкновенной свидетельствуют о том, что древесная зелень сосны обыкновенной может использоваться в качестве сырья для получения пектиновых веществ.

Библиографический список:

Лейн Т.Е. Краткий обзор состояния рынка пектинов в России // Пищевые 1.

ингредиенты, 2004. № 1. С.9 -10.

Донченко Л. В. Технология пектина и пектинопродуктов. М: ДеЛи, 2000. 255с.

2.

ГОСТ 29186 – 91. Пектин. Технические условия. М. - 1993.- С. 5 - 11.

3.

УДК 665. ХИМИЧЕСКИЙ СОСТАВ ЗРЕЛЫХ ПЛОДОВ MALUS BACCATA М.С. Петухова рук. – д.х.н., профессор Л.П. Рубчевская ГОУ ВПО «Сибирский государственный технологический университет»

г. Красноярск Применение плодов Malus baccata ограничено вследствие недостатка сведений об их химическом составе. Ранее проведенные исследования химический состав плодов касались лишь использования этих растений в селекции для улучшения устойчивости крупноплодных сортов к низким температурам и вредителям. Известные в настоящее время способы переработки плодов не позволяют в полной мере использовать Malus baccata как сырье и, несмотря на то, что они содержит большое количество биологически активных веществ, не востребована для промышленной переработки. В этой связи становится актуальной разработка комплексной технологии переработки биомассы Malus baccata, что требует проведения дополнительных исследований ее химического состава.

В представленной работе приведены результаты исследования химического состава зрелых плодов Malus baccata, собранных в сентябре месяце. Биомассу высушивали по условиям, предусмотренным Государственной фармакопеей. Химический состав биомассы Malus baccata исследовался по методикам [1 - 5].

В таблице 1 приведены результаты исследования содержания экстрактивных веществ. При этом, количество веществ, извлекаемых водой (37,95 % а.с.м.) превышает содержание веществ, экстрагируемых 96 % - ным этиловым спиртом (21,25 % а.с.м.) и гексаном (1,14 % а.с.м.).

Среди полисахаридов в плодах Malus baccata преобладают трудногидролизуемые полисахариды (19,97 % а.с.м.), количество легкогидролизуемых полисахаридов в два раза ниже. Количество лигниновых веществ составляет 24,87 % а.с.м.

Таблица 1- Химический состав зрелых плодов Malus baccata, % от а.с.м.

Наименование компонента Содержание Вещества, извлекаемые 96 % этанолом 21, Вещества, извлекаемые водой 37, Вещества, извлекаемые гексаном 1, Легкогидролизуемые полисахариды 8, Трудногидролизуемые полисахариды 19, Лигниновые вещества 24, Хлорофиллы А + В, мг% 9, Каротиноиды, мг% 0, Водорастворимые пектиновые вещества 0, Протопектин 0, Витамин В1, мг % 9, Витамин Р, мг % 0, Фенольные соединения, мг на100г 567, Пигменты являются важными соединениями растений, поэтому представлялось интересным определить их содержание в зрелых плодах Malus baccata. Эти сведения имеют большое значение для промышленной переработки плодов. В составе пигментов доминируют хлорофиллы. Их количество составляет 9,48 мг%, что многократно превосходит содержание каротиноидов – 0,28 мг%.

Среди пектиновых веществ в зрелых плодах преобладает протопектин (0,98 % а.с.м.), но его количество незначительно превышает содержание водорастворимых пектиновых веществ (0,83 % а.с.м.), что объясняется тем, что по мере созревания плодов в них накапливается фермент протопектиназа, при помощи которой протопектин превращается в растворимый пектин, в результате чего плоды приобретают мягкость.

В плодах и ягодах обнаружены почти все известные в настоящее время витамины. Многие из них содержатся в плодах и ягодах в очень малых количествах.

Результаты исследования показывают, что в зрелых плодах преобладает витамин В1, его содержание составляет 9,90 мг %, в то время как содержание витамина Р составляет лишь 0,60 мг %.

Таким образом, изучение химического состава плодов Malus baccata показало целесообразность вовлечения биомассы растения в производство натуральных растительных экстрактов, что позволит расширить область их применения.

Библиографический список:

Государственная фармакопея СССР. – 11-е изд. - М., 1989. - Т. 2. – 389 с.

1.

Рязанова Т. В., Чупрова Н. А., Исаева Е. В. Химия древесины: Учеб. пособие для 2.

студентов спец-стей 26.03.03, 26.03.04 всех форм обучения. – Красноярск: КГТА, 1996.

– 358 с.

Методы определения витаминов (химические и биологические) /Под ред. А.

3.

Девятнина. - М.: Пищепромиздат, 1954. – 135 с.

Методы биохимического анализа растений /Под ред. В. В. Полевого. - Л., 1978. 4.

С. 90-100.

Донченко Л.В. Технология пектина и пектинопродуктов.- М: ДеЛи, 2000.- 255с.

5.

УДК 561.284.579. ИЗУЧЕНИЕ МОРФОЛОГИИ ГЛУБИННОГО МИЦЕЛИЯ ГРИБОВ ВЕШЕНКИ ОБЫКНОВЕННОЙ (PLEUROTUS OSTREATUS) И СЕРНО-ЖЕЛТОГО ТРУТОВИКА (LAETIPORUS SULPHUREUS) О.В. Киселева, Е.А. Мельникова, А.В. Гаврилин, К.А. Квиткевич рук. – д. х.н., профессор П.В. Миронов ГОУ ВПО «Сибирский государственный технологический университет»

г. Красноярск Целью данной работы являлось изучение морфологии глубинного культивирования мицелия грибов вешенки обыкновенной (ВО) и серно-желтого трутовика (СЖТ) с целью получения белкового продукта.

Глубинное культивирование имеет ряд преимуществ по сравнению с поверхностным: для мицелия, растущего в толще питательной среды создаются одинаковые условия (химические и физические);

механическое перемешивание среды и непрерывная аэрация способствует росту мицелия и накоплению продуктов обмена, так как в этих условиях скорость диффузии кислорода выше. Глубинный метод экономичней и не требует дорогостоящего оборудования. Глубинное культивирование грибов с целью получения пищевого белка проходит в строго определенных режимах, обусловленных физиологическими потребностями гриба, с соблюдением стерильности на всех этапах ферментационного процесса.

Пищевой белок, получаемый из грибов, был впервые получен в 60-е годы. В настоящее время биомасса глубинного мицелия для использования в качестве пищевых продуктов в России не производится. На сегодняшний день в мире и в России существует дефицит белка, так как он является наиболее дефицитным компонентом пищи. Основным конкурентом на рынке белковых пищевых добавок является соевый протеин. Химический анализ в том числе анализ аминокислотного состава был проведен ранее [1-3].

Рисунок 1 – Микрофотография мицелия глубинной культуры серно-желтого трутовик (80 ч культивирования) Рисунок 2 – Микрофотография мицелия глубинной культуры вешенки обыкновенной (80 ч культивирования) При культивировании мицелия вешенки в целом его морфология сохраняется.

Даже при накоплении значительного количества биомассы структура мицелия сохраняется, что хорошо видно на оптической микрофотографии (рисунок 2).

Интересно отметить, что в этом случае отдельные гифы скорее всего не срастаются, поскольку вязкость культуральной жидкости, ее реология существенно не изменяются в процессе накопления биомассы. Текучесть культуральной жидкости даже после окончания культивирования мало отличалась от текучести в начальный период культивирования.

Обращает на себя внимание, что как при культивировании вешенки, так и при культивировании серно-желтого трутовика в глубинной культуре, грибы не выделяли в культуральную жидкость экстрацеллюлярные полисахариды. Последние обычно выделяются при культивировании в поверхностных условиях на жидких средах, что сопровождается образованием воздушного мицелия. Каких либо признаков гелирования культуральной жидкости в случае культивирования в глубинных условиях, не отмечено.

Белки мицелия СЖТ и ВО сравнивали с аминокислотным составом эталонного белка (шкала ФАО/ ВОЗ). Результаты анализа приведены в таблицы 1.

Из таблицы 1 видно, что белки лимитированы в первую очередь по триптофану (отсутствует в обеих культурах). В белке вешенки значительно меньше по сравнению с эталонным белком метионина и цистеина (18 %), а затем тирозина (68,5%) и изолейцина (85,5%). Зато значительно больше лизина, лейцина, валина и фенилаланина. В белке мицелия СЖТ по сравнению с эталонным белком меньше метионина и цистина, треонина и валина. Очень много лейцина (245 %), фенилаланина и тирозина.

Таблица 1 – Cодержание незаменимых аминокислот в белках Незаменимые Эталонный белок, % В.О, % СЖТ, % аминокислоты Изолейцин 4,0 3,4 4, Лейцин 7,0 8,4 17, Лизин 5,5 4,2 4, Метионин+цистин 3,5 0,65 1, Треонин 4,0 5,6 3, Валин 5,0 7,4 7, Фенилаланин+тирозин 6,0 4,1 6, Триптофан 1 - В целом можно считать, что белки мицелия серно-желтого трутовика и особенно вешенки характеризуются высоким содержанием особо ценных незаменимых аминокислот.

Выводы: Перспективным направлением получения белка является использование для этой цели грибной биомассы. Известно, что биологическая ценность белков микробной и грибной биомассы превышает ценность белков злаковых и бобовых культур. Если сопоставить производство грибного мицелия с процессом синтеза белков животных, то выявится ряд его преимуществ. Помимо того, что здесь выше скорость роста, превращение субстрата в белок происходит несравненно эффективнее, чем при усвоении пищи домашними животными. Нелишне напомнить, что корма для животных должны содержать некоторое количество белка, до 15-20,5% в зависимости от вида животных и способа их содержания. Положительным фактором является и волокнистое строение выращенной культуры;

текстура массы мицелия близка к таковой у естественных продуктов, поэтому у продукта может быть имитирована текстура мяса, а за счет добавок - его вкус и цвет. Плотность продукта зависит от длины гиф выращенного гриба, которая определяется скоростью роста.

Библиографический список:

Варфоломеев С.Д. Биотехнология. Кинетические основы микробиологических 1.

процессов: учеб. пособие для вузов /С.В. Калюжный. – М.: Высш.шк., 1990.-296с.

2. Бисько, Н.А. Высшие съедобные базидиомицеты в поверхностной и глубинной культуре / А.С. Бухало, С.П. Вассер [и др.]. – Киев: Наукова думка, 1983. – 312с.

Билай, В.И. Методы экспериментальной микологии. под. ред. Киев. Наукова 3.

Думка, 1973, 545 с УДК 630* ИССЛЕДОВАНИЕ ДЕСТРУКЦИИ МАЗУТА АКТИНОМИЦЕТАМИ Т.А. Тихонова рук. – к.т.н., доцент О.С. Федорова ГОУ ВПО «Сибирский государственный технологический университет»

г. Красноярск Актуальность проблемы ликвидации загрязнений нефтепродуктами очевидна как с экологической, так и с экономической точек зрения, поскольку этот вид загрязнений принял катастрофический характер и на суше (места добычи, транспортные магистрали) и на акваториях (аварии танкеров, сброс в водные бассейны промышленных отходов и т. д.) [1].

Одним из самых эффективных методов удаления нефтепродуктов является применение нефтяных сорбентов. Сорбционные технологии используются в целях ограничения распространения и сбора нефтепродуктов с различных поверхностей, очистке нефтезагрязненных поверхностей. Биологические методы предусматривают применение сорбентов в качестве носителей биопрепарата в процессе очистки.

Сорбенты могут иметь разную природу, но чаще применяются полимерные сорбенты на основе смол. В нашем случае было изготовлена опытная партия карбамидного полимерного сорбента с введением в состав композиции измельченной коры березы и лиственницы [2,3].

Главную роль в процессах биодеградации нефтепродуктов играют микроорганизмы. В тех случаях, когда удаление или ликвидация загрязнения известными способами невозможны или не эффективны, или могут нанести еще больший вред окружающей среде, единственно приемлемой является только биодеградация [4].

Именно актиномицеты доминируют на поздних стадиях микробной сукцессии, когда создаются условия для использования труднодоступных субстратов. Активация актиномицетной микрофлоры происходит при внесении в почву крахмала, хитина, нефтепродуктов. В то же время из-за медленного роста актиномицеты не способны конкурировать с немицелиальными бактериями за легкодоступные вещества [5].

Наше исследование было начато с целью подобрать микробные штаммы и сорбенты для восстановительных работ на месте розлива топочного мазута в поселке Кедровый Красноярского края.

Группа актиномицетов была выделена из загрязненной почвы на агаризованном почвенном экстрактеи и глюкозо – пептонный агаре. Активность всех штаммов к деструкции мазута проверялась на селективной среде Мюнца [6].

Для определения способности выделенных штаммов к биоокислению компонентов мазута была поставлена серия экспериментов, задачей которых было уточнить возможность использовать комплексное воздействие биомассы микробных штаммов в сочетании с карбамидными сорбентами, модифицированными корой березы и лиственницы, полученными на нашей кафедре ранее и эффективными в отношении нефтяных загрязнений.

Почвенные модельные испытания выделенных мазутокисляющих штаммов 4тн, VII проводили в нестерильных условиях, в контейнерах с искусственно загрязненной мазутом почвой с концентрацией 30 % (мас) в нескольких вариантах. Одна параллель представляет собой три повторности с разной концентрацией сорбента – 1, 3 и 5 % от массы почвы. Эксперимент проводили 25 недель при 18 С.

По итогам модельного почвенного эксперимента были получены результаты, которые однозначно подтверждают возможность биологической деструкции тяжелых углеводородов, входящих в состав мазута. Вносимый сорбент, кроме расширения питательной базы, играет и роль мелиоранта, улучшая структуру почвы и доступность кислорода. Количественно процесс снижения концентраций мазута оценивался в динамике на 20, 40, 60, 95 –е сутки экспозиции (рисунок 1).

90 82, 77, 75, 66,2 66, 70 61, деструкция, % 60 52,57 53,7 55, 49, 50 42, 42, 1 2 3 4 5 20 сут 40 сут 60 сут 95 сут Рисунок 1 – Динамика деструкции мазута модифицированными сорбентами в модельном опыте:

1 – сорбент с корой березы, 1 %;

2 – сорбент с корой березы, 3 %;

3 – сорбент с корой березы, 5 %;

4 – сорбент с корой лиственницы, 1 %;

5 – сорбент с корой лиственницы, 3 %;

6 – сорбент с корой лиственницы, 5 % Результаты показывают, что внесение 1% сорбента недостаточно – в любом варианте модификации сорбента. С корой березы максимальная деструкция за три месяца составляет менее 50%, с корой лиственницы сразу в первые 20 суток составила 52,6 % и практически осталась на этом уровне, несмотря на повторное внесение биомассы.

В целом более полное разрушение углеводородов мазута происходит при участии в процессе биодеструкции сорбента, модифицированного измельченной корой березы и составляет 82,7 % за 95 суток.

Если принять во внимание, что теплое время года у нас очень короткое, то следует стремиться к снижению сроков рекультивации, чтобы успеть внести на восстановленные участки еще семена устойчивых к остаточным концентрациям растений. Поэтому, учитывая, что через 60 суток после обработки сорбентом с корой березы в 3 и 5 % -м варианте уровень загрязнения снижается на 75 % и 77 % соответственно, и за весь следующий месяц возрастает только на три, пять процентов, возможно, проводить активную работу по рыхлению и поливу обработанных территорий два месяца.

Что касается сорбента с корой лиственницы, опыт показывает, что его влияние по ходу процесса несколько хуже выражено количественно на более поздних этапах восстановительного периода, в средних концентрациях (3 %) – меньше на 16,2 %, в высоких (5 %) – 7,3 %.

Через семь недель с начала процесса дополнительное внесение активированной биомассы штамма VII не дало резкого скачка утилизации, ощутимо сказалось только в вариантах с трех- и пятипроцентным внесением сорбента с модификацией корой березы и при пятипроцентном внесении сорбента с модификацией корой лиственницы.

Можно сказать, что повторная обработка без дополнительного внесения источников азота и фосфора не дает таких положительных результатов как на 20 сут с начала процесса.

Если рассматривать измельченную кору березы и лиственницы как естественный растительный сорбент, то он является дополнительным источником углеводов и микроэлементов, но не обогащает почву азотом и фосфором, обладает низкой сорбционной емкостью и не может обеспечить благоприятных условий для вносимой микрофлоры. Но в составе композиции при модификации полимерного сорбента расширяет его преимущества. Сравнительная характеристика процессов деструкции корой березы и модифицированным сорбентом приведена на рисунке 2.

82, 77, 66, 66, деструкция, % 50, 49,9 52, 40, 42,85 42, 32,6 33, 1 2 3 4 5 20 сут 40 сут 60 сут 95 сут Рисунок 2 – Утилизация мазута с применением коры березы и сорбента с ее содержанием:

1 – сорбент с корой березы, 1 %;

2 – сорбент с корой березы, 3 %;

3 – сорбент с корой березы, 5 %;

4 –кора березы, 1 %;

5 –кора березы, 3 %;

6 – кора березы, 5 % Максимальная утилизация с применением коры, независимо от количества внесенной, составила около 50% за все время опыта, при прочих равных условиях, и ниже показателей с применением сорбента в среднем в 1,6 раза.

Полученные результаты позволяют делать вывод, что выделенные актиномицеты способны утилизировать тяжелые углеводороды высоких концентраций, так как концентрация выше 5 % уже является небиодеградабельной без постороннего вмешательства.

Библиографический список:

Теплотехника [Электронный ресурс]. – ЛитРес, 2009. – Режим доступа:

1.

http://www.fictionbook.ru/author/natalya_burhanova/teplotehnika/read_online Стригунова, А. А. Получение пеносорбентов с задаными свойствами на основе 2.

карбамидных смол [Текст]: дис. канд. техн. наук: 03.00.16: защищена 28.12.01 / А. А.

Стригунова: Сиб. гос. технол ун-т. – Красноярск, 2001. – 110 с.

Перспективы решения проблемы ликвидации нефтяных загрязнений [Текст] / Т.

3.

В. Рязанова [и др]. – Красноярск.: Вестник СибГТУ № 2, 2000. – 61 – 64 с Нефтепродукты [Электронный ресурс] Режим доступа:

4. – http://etelien.ru/Collection/20/20_00007.htm Громовых, Т. И. Методы выделения, изучения и культивирования 5.

микроорганизмов [Текст]: учеб. пособие / Т. И. Громовых [и др.] – Красноярск:

СибГТУ, 2002. – 152с.

Нетрусов, А. И. Практикум по микробиологии [Текст]: учеб. пособие для студ.

6.

учеб. заведений / А. И. Нетрусов [и др.] / Под ред. А.И. Нетрусова. – М.: Изд. центр.

«Академия», 2005. – 608 с.

УДК 630* ВЛИЯНИЕ НИТРАТНОГО АЗОТА НА РОСТ БАКТЕРИЙ НА СРЕДАХ С НЕФТЬЮ Л. В. Фейзер рук. – к.т.н., доцент О. С. Федорова ГОУ ВПО «Сибирский государственный технологический университет»

г. Красноярск Для России проблема ликвидации разливов нефти особенно актуальна, поскольку на ее территории в настоящее время эксплуатируется более 200 тыс. км магистральных и 350 тыс. км промысловых трубопроводов [1]. Попадание нефти и нефтепродуктов в окружающую среду приводит к возникновению экологически опасных ситуаций, вызывающих разрушение почвенного покрова, загрязнение атмосферы, проникновение нефти в водоемы, и, в конечном счете, к обширному токсическому воздействию нефти и нефтепродуктов на живые организмы [2].

В настоящее время разработаны различные способы биодеградации углеводородов нефти, но наиболее перспективными, на сегодняшний день, является биологические, основанные на внесении ассоциаций специально выделенных микроорганизмов в загрязненную экосистему. Установлено, что в окислении углеводородов нефти доминирующая роль принадлежит разнообразным группам микроорганизмов (бактерии, грибы, актиномицеты, дрожжи), среди которых особая роль в трансформации нефтяных загрязнений принадлежит нефтеокисляющей микробиоте [3]. Ранее проведенными исследованиями [4] было установлено, что существенное влияние на рост биомассы нефтеокисляющих микроорганизмов оказывает концентрация в среде азотосодержащих веществ.

Целью настоящей работы являлось исследование влияния количества нитратного азота в синтетической среде, на накопление биомассы штамма 11 аб.

Объектом нашего исследования являлся штамм 11 аб (относящийся к роду выделенный из нефтезагрязненной почвы Кемчугской Micrococcus), нефтеперерабатывающей станции методом накопительной культуры [5].

Культивирование проводили на минеральной среде Мюнца следующего состава:

KNO3 – 1г/л;

KH2PO4 – 0,14 г/л;

Na2HPO4 – 0,6 г/л;

MgSO4·7H2O – 0,2 г/л;

рН = 6,98;

с добавлением смеси микроэлементов (Н3ВО3 – 5 г/л;

(NH4)2MoO4 – 5 г/л;

KI – 0,5 г/л;

NaBr – 0,5 г/л;

ZnSO4 ·7H2 O – 0,2 г/л;

Al 2 SO4 ·18H2 O – 0,3 г/л);

нефть 1 % (об) в качестве единственного источника углерода и энергии [6]. Жидкофазное культивирование проводили в лабораторных ферментерах (емкостью 0,5 л), снабженных аэрирующими устройствами с расходом воздуха 1,0 л/мин, 2,0 л/мин, 3, л/мин на литр среды соответственно. Концентрацию нитрата калия варьировали в интервале (г) 0,4 – 1 – 1,6 г соответственно;

рН среды 6,8;

температ ура 22±2 С. Оценку процесса в динамике вели по АСБ и КОЕ Динамика накопления биомассы штамма 11 аб при разных концентрациях КNO и аэрировании представлена на рисунках 1, 2, 3.

Рисунок 1 - Влияние концентрации KNO3 на накопление биомассы при расходе воздуха 2,0 л/мин на литр среды Рисунок 2 – Влияние концентрации KNO3 на накопление биомассы при расходе воздуха 3,0 л/мин на литр среды Рисунок 3 – Влияние концентрации KNO3 на накоплении биомассы при расходе воздуха 1,0 л/мин на литр среды Анализируя представленные зависимости видно, что максимальный выход биомассы наблюдается на вторые сутки культивирования 2,69 г/л (рисунок 2) при концентрации нитрата 1,6 г и расходе воздуха 3,0 л/мин на литр среды. Однако, высокие показатели получились с концентрацией нитрата 1 г и расходе воздуха 2, л/мин на литр среды (рисунок 1), накопление биомассы на вторые сутки 1,965 г. Рост культуры проходил менее интенсивно с концентрацией нитрата 1,6 г/л, и расходом возд уха 2,0 л/мин на литр среды (рисунок 1), прирост биомассы составил 1,695 г также на вторые сутки культивирования. Самый медленный рост наблюдался при расходе воздуха 1,0 л/мин на литр среды, здесь максимальный выход биомассы не превысил 1,585 г и наблюдался только на 3 сутки. Анализируя полученные зависимости на рисунке 3 можно заметить, что во всех случаях явно выражена затянутая лаг – фаза, это можно объяснить использованием неактивированного на нефтесодержащей среде инокулята, переносом биомассы с богатой питатательной среды МПА на простую минерольную среду, а так же возможно низкой плотностью инокулята. Накопление биоммасы на четвертые сутки во всех случаях отсутствует, кроме культивирования при концентрации нитрата 1,6 г/л и расходе воздуха 2,0 л/мин на литр среды (рисунок 1), накопление АСБ составило 2,08 г.

На основании приведенных зависимостей можно заключить, что на рост микроорганизмов существенное влияние оказывает не только расход воздуха, но и количества внесенного нитрата. В связи с тем, что задачей данного эксперимента являлось изучения влияния нитратного азота, на накопление биомассы при малой продолжительности процесса, то можно сказать, что наиболее благоприятными условиями культивирования штамма 11 аб является концентрация нитрата 1,6 г/л при расходе воздуха 3,0 л/мин на литр среды, так как уже на вторые сутки выход абсолютно сухой биомасса составил 2,69 г/л. При этом количество жизнеспособных клеток на вторые сутки культивирование составил 4,2·109 кл/мл и к концу проведения процесса ( сутки) 5,8·108 кл/мл. Количество биомассы и титр живых клеток при выбранных условиях культивирования представлен в таблице 1.

Таблица 1 – Влияние продолжительности культивирования на количество КОЕ штамма 11 аб Продолжительность Количество биомассы, Титр КОЕ, кл/мл культивирования, сут АСБ, г/л 4,0· 0 0, 5,9· 1 1, 4,2· 2 2, 1,9· 3 2, 5,8· 4 1, Из таблицы 1 видно, что количество КОЕ с накоплением АСБ возрастает.

Отмечается высокая скорость роста клеток микроорганизмов на МПА. Обнаружить появление колоний после рассева на чашки Петри возможно уже через 12 – 14 ч. Это говорит о том, что клетки суспензии находятся в активном состоянии и способны к быстрой адаптации в новых условиях, и на 4 сутки, без изменения условий происходит отмирание живых клеток. Дальнейшее культивирование нецелесообразно, так как титр КОЕ снижается.

По сопоставлению полученных результатов можно заключить, что наиболее благоприятными условиями жидкофазного периодического глубинного культивирования штамма 11 аб, является концентрация нитрата калия 1,6 г/л с расходом воздуха 3,0 л/мин на литр среды, так как уже на вторые сутки культивирования накопление асб составило 2,69 г.

Библиографический список:

Нефть и нефтепродукты – загрязнители почв [Электронный ресурс]. – Режим 1.

доступа: http://planetadisser.com Экология Ханты – Мансийского Автономного округа [Текст] / под ред. В.В.

2.

Плотникова. – Тюмень: СофтДизайн,1997. – 288 с.

Туманян, А. Ф. Батовская Е. К. Влияние нефтяного загрязнения на состояние 3.

почв [Текст] / А. Ф. Туманян, Е. К. Батовская // Технология нефти и газа. – 2009 – № (65). – С. 8 – 12.

Федорова, О.С. Получение комбинированного биопрепарата для борьбы с 4.

нефтяными загрязнениями на основе иммобилизованной аборигенной микрофлоры [Текст]: дис. канд. техн. наук: 03.00.23: защищена 29.12.05 / О.С. Федорова: Сиб. гос.

технол ун-т. – Красноярск, 2005. – 183 с.

Практикум по микробиологии [Текст]: учеб. пособие для студ. Выш. Учеб.

5.

заведений / А.И. Нетрусов [и др.]. – М.: Издательский центр «Академия»,2005. – 608 с.

Родина А.Г. Методы водной микробиологии [Текст] / А. Г. Родина. – М.: Наука, 6.

1965. – 455 с.

КУЛЬТИВИРОВАНИЕ НЕФТЕОКИСЛЯЮЩЕГО ШТАММА 12М НА УГЛЕВОДОРОДНЫХ СРЕДАХ М.В. Фейзер рук. – к.т.н., доцент О. С. Федорова ГОУ ВПО «Сибирский государственный технологический университет»

г. Красноярск Нефть – ценнейшее сырье, без использования которого невозможна современная цивилизация. Однако процессы добычи, транспортировки, хранения и переработки нефти и нефтепродуктов очень часто становится источниками загрязнений окружающей среды, которое может приобретать катастрофические масштабы [1].

В настоящее время, существует большое количество методов, позволяющих снизить концентрацию загрязнителя в окружающей среде. Но наиболее перспективны – микробиологические, основанные на интродукции активных углеводородокисляющих микроорганизмов в загрязненную среду. Данный подход требует выделения и изучения активных микроорганизмов – нефтедеструкторов, наращивания их биомассы и последующего внесения в нефтезагрязненный объект [2].

Целью нашего исследования является подобрать наиболее благоприятный состав питательной среды для жидкофазного культивирования, позволяющий получить биомассу углеводородокисляющей микрофлоры в короткое время.

Методика работы Объектом настоящего исследования является нефтеокисляющий штамм 12М.

Данный штамм был выделен из нефтезагрязнённой почвы нефтехранилища ОАО «Краз» Советского района Красноярского края. По экспериментальным данным было установлено, что штамм 12М относится к роду Pseudomonas [3].

Устанавливая влияние минерального состава среды на процесс наращивания биомассы, проводили жидкофазное культивирование в лабораторных ферментерах снабженных аэрирующим устройством, с расходом воздуха 1 л/мин, при 25 0С и использовании сырой нефти, в качестве единственного источника углеродного питания и энергии, с концентрацией 1 % (об). Культивирование проводили на трёх средах различного минерального состава: Мюнца, Ворошиловой – Диановой и среда №4 в течение 5 суток. Главным критерием выбора сред являлся источник азотного питания (окисленный, восстановленный и смешанный форме) [4,5].

Результаты и обсуждение Результаты культивирования на выбранных средах представлены на рисунке 1.

Из построенного графика видно, что наибольший выход биомассы достигается на среде Ворошиловой – Диановой.

Рисунок 1 – Влияние среды и продолжительности культивирования на накопление биомассы штамма 12М Из граафика видно, что на начальном этапе культивирования длительность лаг фазы затянута, это можно объяснить резкой сменой богатой питательной среды МПА на простую минеральную среду, а также возможной низкой контрационной долей инокулята.

Накопление биомассы штамма 12М на исследуемых средах характеризуется более высокой скоростью роста на среде Ворошиловой - Диановой, уже на 4 сутки оно составляет 3,4 г/л, следует отметить, что на среде Мюнца также наблюдается значительный прирост биомассы, который на 3 сутки составил 2,9 г/л. Отсюда можно заключить, что данная среда также может использоваться при необходимости быстрого прироста биомассы. На среде №4 рост проходил менее интенсивно, и максимальный прирост биомассы составил 0,92 г/л, что почти в два раза меньше чем на среде Мюнца и Ворошиловой – Диановой. Из чего можно заключить, что восстановленный азот входящий в состав среды №4 не способствует большему накоплению биомассы, и данную среду лучше не использовать.

Учитывая, что задачей культивирования было получить максимальный выход активной микробной массы, то в течение всего процесса, каждые 24ч определяли количество колониеобразующих единиц (КОЕ). Результаты приведены в таблице 1.

Из таблицы видно, что количество КОЕ с накоплением биомассы возрастает.

Отмечается высокая скорость роста клеток микроорганизмов на МПА. Рост клеток после рассева на МПА проявлялся в течение первых суток. Это говорит о том, что клетки суспензии находятся в активном состоянии и способны к быстрой адаптации в новых условиях.

По мере приближения к предельной численности, рост замедляется, причём лимитирующими факторами может быть изменение в составе среды, уменьшение количества доступного субстрата, снижение жизненного пространства, накопление токсичных форм продуктов метаболизма. Очевидно, что при периодическом культивировании с течением времени ухудшаются условия жизнедеятельности микроорганизмов в среде, увеличиваются затраты клетки на поддержание жизни. При посеве на агаризованные среды, после десятикратных разведений не все они способны расти и образовывать колонию, то есть снижается общий уровень активных клеток.

Таблица 1 – Влияние состава среды и продолжительности культивирования на количество КОЕ штамма 12М Продолжит Среда Мюнца Среда Ворошиловой – Среда № ельность Диановой культивиро Количеств КОЕ Количеств КОЕ Количеств КОЕ вания, ч о о о биомассы биомассы биомассы г/л г/л г/л 3,16·106 2,82·106 2,02· 12 0,21 0,27 0, 4,8·107 5,6·107 4· 24 0,465 0,335 0, 3·108 2,2·108 1,1· 48 0,875 0,453 0, 4,6·109 3,9·109 6,2· 72 2,935 2,747 0, 1,2·109 3,6·1010 1,08· 96 1,944 3,385 0, Уже на пятые сутки культивирования наступает стационарная фаза роста, при которой, в отличие от накопления биомассы, количество живых клеток практически не изменяется, рост колоний после рассева на чашки Петри обнаруживается только на вторые сутки. В конце процесса, без изменения условий, происходит отмирание живых клеток. По этим причинам наращивание нефтеокисляющего штамма 12М в периодической культуре методом глубинного культивирования, при периодической продувке, должно быть ограничено началом стационарной фазы (3 – 4 сутки), когда наблюдается высокая активность микроорганизмов и максимальное количество живых клеток. Дальнейшее культивирование только снижает качество микробной культуры.

Чтобы оценить влияние воздействия штамма 12М на деструкцию углеводородов нефти, по завершению культивирования (на 5 суток) был определён процент остаточной нефти. Установлено, что высокий процент утилизации был достигнут на всех трёх исследуемых средах (от 89 % до 92 %), а максимальный результат был показан на среде Ворошиловой – Диановой – 92 %. По полученным данным можно заключить, что процесс культивирования можно вести на двух исследуемых средах (Мюнца и Ворошиловой – Диановой) так как их состав полностью соответствует физиологическим потребностям штамма 12М. Если биомассу необходимо получить в короткие сроки (не более 48 ч), то следует использовать среду Мюнца. А если же существует возможность продлить процесс до 4 – 5 суток, то следует выбрать среду Ворошиловой - Диановой, так как на ней достигались максимальные результаты выхода биомассы, количества КОЕ (1010).

Библиографический список:

Экология Ханты – Мансийского Автономного округа [Текст] / под ред. В.В.

1.

Плотникова. – Тюмень: СофтДизайн,1997. – 288 с.

Морозов, Н.В. Нефтяное загрязнение в поверхностных водах и методы их 2.

биоремедиации [Текст] / Н.В. Морозов // Вода и экология. – 2007. – №3. – с 28 – 40.

Федорова, О.С. Получение комбинированного биопрепарата для борьбы с 3.

нефтяными загрязнениями на основе иммобилизованной аборигенной микрофлоры [Текст]: дис. канд. техн. наук: 03.00.23: защищена 29.12.05/ О.С. Федорова: Сиб. гос.

технол ун-т. – Красноярск, 2005. – 183 с.

Определитель бактерий Берджи: в 2 т. Т. 1. / под ред. Дж. Хоулта [и др.]. – М.:

4.

Мир, 1997 – 368 с.

Родина А.Г. Методы водной микробиологии [Текст] / А. Г. Родина. – М.: Наука, 5.

1965. – 455 с.

Практикум по микробиологии [Текст]: учеб. пособие для студ. Выш. Учеб.

6.

заведений / А.И. Нетрусов [и др.]. – М.: Издательский центр «Академия»,2005. – 608 с.

УДК 62.13. ИССЛЕДОВАНИЕ ЛИГНИНА ВЕГЕТАТИВНОЙ ЧАСТИ ТОПИНАМБУРА ДО И ПОСЛЕ БИОДЕСТРУКЦИИ ГРИБАМИ РОДА Trichoderma М.А. Пикозина рук. – к.т.н., доцент Н.А. Чупрова ГОУ ВПО «Сибирский государственный технологический университет»

г. Красноярск В настоящее время вопросы утилизации отходов растительного сырья являются наиболее актуальными. Одним из видов такого сырья является топинамбур. Это обусловлено тем, что топинамбур является продуктивной культурой, обладающей большими возможностями многоцелевого назначения. Его используют как пищевую, кормовую, техническую культуру во многих областях современной промышленности.

Известно, что утилизация отходов растительного сырья базируется в основном на применении химических и термических способов переработки. Альтернативным вариантом как с экономической, так и экологической точки зрения является их биотехнологическая переработка, целью которой является получение защитных биопрепаратов, используемых в практике защиты растений, а также применяемых в сельском хозяйстве. На основании полученных ранее результатов [1], в качестве биологического агента целесообразно использовать гриб рода Trichoderma asperellum.

Возможность этого гриба разлагать наряду с целлюлозой лигниновые вещества ставит его в ряд агентов, способных делигнифицировать растительное сырье, и позволяет в перспективе использовать эту особенность для создания процессов биоделигнификации. Управление данными процессами, а также всестороннее их использование возможно только при детализации механизмов воздействия микробной биомассы на компонентный состав растительного сырья.

Для оценки влияния гриба рода Trichoderma на вещества лигниновой природы была проведена биодеструкция вегетативной части. В субстрат вносили споры в расчете 1·106 спор/г а.с.с.. Культивирование проводили твердофазным методом в термостате при температуре (27,5- 28,5) °С и начальной влажности субстрата 70 - 80 %.

Продолжительность культивирования составила 16 дней.

Для установления качественных изменений веществ лигниновой природы из субстрата до и после биодеструкции были выделены препараты диоксанлигнина. В полученных препаратах были исследованы УФ- и ИК-спектры, и определено содержание основных функциональных групп (таблица 1).

Таблица 1 – Функциональные группы и элементный состав диоксанлигнинов вегетативной части топинамбура Наименование образца Содержание, % а.с.в. диоксанлигнин диоксанлигнин исходный биодеструктирован ный Карбоксильные группы 5,6 2, Фенольные гидроксильные группы 0,68 1, Алифатические гидроксильные 2,12 0, группы Общие гидроксильные группы 2,80 1, Углерод 65,61 66, Водород 7,20 7, Кислород 26,49 25, Азот 0,70 0, Как видно из таблицы, препараты диоксанлигнинов содержат большое количество углерода (65,61 – 66,99 %), что согласуется с литературными данными [2].

В окисленном образце наряду с углеродом, кислородом и водородом обнаружен в небольшом количестве азот 0,51 – 0,71 %.

Высокое содержание углерода и соотношение С:Н 9 подтверждает ароматическую природу выделенных препаратов диоксанлигнинов [2].

Элементный состав биодеструктированного диоксанлигнина немного отличается от исходного образца. При сравнении первой и второй графы таблицы наблюдается увеличение количества углерода и водорода, а также незначительное снижение количества кислорода. По-видимому, это происходит за счет прохождения таких реакций как деметоксилирование и конденсация.

Гидроксильные группы играют важную роль в химии лигнина. В лигнинах обнаружены алифатические и фенольные гидроксильные группы в свободной и этерифицированной формах.

В выделенных препаратах диоксанлигнинов количество фенольных гидроксильных групп составило 0,68 %. После проведенной биоконверсии количество этих групп возросло в 2 раза. Это, по-видимому, происходит за счет разрыва фенилкумарановых структур, а также за счет деметоксилирования.

Алифатические гидроксильные группы в лигнине представлены первичными и вторичными (-С-атома) группами. Их общее количество снизилось почти в 3 раза.

Количество общих гидроксильных групп у всех исследуемых препаратов диоксанлигнинов колеблется от 1 до 3 %. В результате воздействия гриба Trichoderma на субстраты вегетативной части топинамбура в исследуемых диоксанлигнинах наблюдается снижение общих гидроксильных групп в 1,5 раза, за счет изменения количества фенольных и алифатических гидроксильных групп.

Из таблицы 1 видно, что самое высокое содержание карбоксильных групп приходится на диоксанлигнин, выделенный из исходного субстрата вегетативной части топинамбура (5,6 %). Это в 2,5 раза больше, чем у биодеструктированого субстрата вегетативной части топинамбура (2 %). Снижение содержания карбоксильных групп в 2,8 раза свидетельствует о протекании процесса декарбоксилирования при биодеструкции.

При сравнение полученных данных диоксанлигнинов всех субстратов до и после биоконверсии (таблица 1) видно, что в диоксанлигнине вегетативной части топинамбура при биоконверсии накапливаются фенольные гидроксильные и снижается содержание алифатических и общих гидроксильных групп.

Для подтверждения ароматической природы выделенных препаратов диоксанлигнинов были сняты УФ и ИК- спектры лигнина.

ИК-спектры диоксанлигнинов вегетативной части топинамбура, полученные из вегетативной части топинамбура до и после биодеструкции грибом рода Trichoderma, показывают, что происходит увеличение интенсивности полосы поглощения в биодеструктированном образце 1515 см-1. Увеличение интенсивности полос в этой области, подтверждает увеличение ароматичности диоксанлигнина биодеструктированого топинамбура. Это можно объяснить трудностью пространственного доступа ферментов гриба в ароматическое ядро, в результате чего грибы ассимилируют более доступный углерод.

Интенсивность полосы поглощения простых эфирных связей (1280 см-1) у диоксанлигнина после биодеструкции увеличивается, вероятно, это происходит в результате сшива разорванных макроцепей лигнина.

Как видно, из сравнительного анализа данных, полученных химическим методом и ИК-спектроскопией, содержание метоксильных, карбоксильных и гидроксильных групп в выделенных препаратах диоксанлигнинов в результате воздействия Trichoderma подвержены изменению. Произошло частичное деметоксилирование, а также расщепление простых эфирных связей в макромолекуле лигнина, что приводит к увеличению содержания фенольных гидроксильных групп.

Кроме ИК-спектров были сняты также УФ-спектры диоксанлигнинов до и после биодеструкции. УФ-спектры образцов диоксанлигнинов, показаны на рисунке 1.

Рисунок 1 - УФ-спектры исходного и биодеструктированного диоксанлигнинов.

При исследовании УФ - спектров было установлено, что лигнины исходного и биодеструктированного топинамбуров имеют максимум поглощения в области 270 нм.

Этот максимум характерен для производных фенилпропана.

Таким образом, в процессе биодеструкции диоксанлигнин претерпевает существенные изменения, что подтверждено распределением функциональных групп, а также ИК- и УФ-спектроскопией.

Библиографический список:

Культивирование грибов рода Trichoderma на лигно-углеводных субстратах: дис.

1.

… канд. техн. наук: 03.00.23: защищена 25.05.03. / Е. Г. Махова. – Красноярск, 2003. 135 с.

Закис Г.Ф. Методы определения функциональных групп лигнина [Текст]/Г.Ф.

2.

Закис, Л.Н. Можейко, Г.М. Телышева.-Рига: Зиматнэ. 1975.-176с.

УДК 630* КУЛЬТИВИРОВАНИЕ МОЛОЧНОКИСЛЫХ БАКТЕРИЙ НА РАСТИТЕЛЬНЫХ СУБСТРАТАХ М.В. Карачина рук. - д.т.н., профессор Т. В. Рязанова;

к.т.н., доцент О. Н. Ерёменко ГОУ ВПО «Сибирский государственный технологический университет»

г. Красноярск Молочная кислота (СН3СНОНСООН) – натуральная органическая одноосновная кислота, образуемая в результате анаэробного превращения углеводов молочнокислыми бактериями. Молочная кислота является продуктом брожения.

Данный процесс вызывают молочнокислые бактерии, которые разнообразны и широко распространены в природе.

Молочная кислота служит стартовым материалом для получения уникальных биодеградируемых полимеров (полилактаты), которые в условиях грамотного компостирования полностью разлагаются на такие безвредные компоненты как вода, углекислый газ, гумус, и естественным образом участвуют в природном цикле.

Полилактаты являются перспективным заменителем традиционных пластмасс, могут применяться для производства одноразовой пластиковой посуды, упаковочных пленочных материалов, высокопрочных материалов, используемых в трансплантологии и производстве пластиковых труб [1].

Актуальность наших исследований заключается в том, что в настоящее время существует востребованность в молочной кислоте для производства полилактатов.

Целью исследований явилось изучение возможности культивирования молочнокислых бактерий на растительных субстратах, в частности, на субстрате, приготовленном из вегетативной части топинамбура.

Вегетативная часть топинамбура представляет собой лигноуглеводный комплекс, на долю углеводной части приходится 49,40 %. Количество веществ, экстрагируемых горячей водой, в топинамбуре составляет 40,80 % от абсолютно сухой навески, из них 9,80 % составляют редуцирующие вещества.

Высокое содержание редуцирующих веществ даёт возможность рекомендовать полученный экстракт в качестве субстрата для получения молочной кислоты.

В качестве посевного материала использовали накопительную культуру возбудителей молочнокислого брожения, выделенную на основе молока. Элективную среду для молочнокислого брожения готовили на основе расплавленного агара с обратом. Засев осуществляли двух-трех суточной накопительной культурой в количестве 30 % от объёма субстрата с содержанием КОЕ 1,7 · 109 кл/мл на 100 мл субстрата. Родовую принадлежность выделенного штамма установили по наличию у него определенных морфологических и физиологических признаков исходя из описаний определителя Берджи [2]. Выделенный штамм молочнокислых бактерий относится к роду Lactobacillus.

Для реализации поставленной задачи осуществили жидкофазное периодическое культивирование на субстрате, приготовленном из вегетативной части топинамбура, с начальной концентрацией редуцирующих веществ 2, 5 и 8 %. Длительность культивирования составила 5-7 сут, температура 30 - 42 оС.

В процессе брожения убыль сахара в субстрате компенсировали добавлением в бродильную среду в несколько приемов свежих порций субстрата топинамбура с нужной нам концентрацией редуцирующих веществ, поддерживая концентрацию сахара в бродящей среде на первоначальном уровне.

Наличие молочной кислоты в культуральной жидкости определили по качественной реакции «серебряного зеркала», а количественную оценку молочной кислоты проводили по методике [3].

Результаты культивирования показали, что наибольший выход молочной кислоты может быть получен в субстрате с концентрацией редуцирующих веществ 5 % на седьмые сутки культивирования при температуре 30 оС. Выход молочной кислоты составил 30,0 °Т (0,28 г/л). Также в субстрате увеличилось содержание КОЕ 1,2 · кл/мл на 100 мл субстрата, что свидетельствует о росте биомассы в процессе культивирования.

При дальнейшем повышении температуры рост биомассы не наблюдался, а при увеличении продолжительности процесса культивирования (свыше 7 сут) выход молочной кислоты уменьшился, вследствие отмирания молочнокислых бактерий.

Таким образом, проведенный эксперимент показал возможность получения молочной кислоты на субстрате топинамбура. Однако, полученные результаты показали необходимость детального изучения параметров ферментации с целью получения более высокого выхода молочной кислоты.

Библиографический список:

Плетнев, М. Ю. Биополимеры, как материал для экологической упаковки: в 1.

фокусе – полилактаты [Текст] / М. Ю. Плетнев // SOFW Journal (русская версия). – 2001. - № 1. – С. 64 – 68.

Хоулт, Дж. Определитель бактерий Берджи [Текст]: в 2 т. Т. 2. Определитель 2.

бактерий Берджи / Дж. Хоулт [и др.]. – М.: Мир, 1997. – 368 с.

Практикум по микробиологии [Текст] : учеб. пособие для вузов / А. И.

3.

Нетрусов, М. А. Егорова, Л. М. Захарчук [и др.]. – М: Издательский центр «Академия», 2005. – 608 с.

УДК 62.13. ВЛИЯНИЕ ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИХ И МИКРОБИОЛОГИЧЕСКИХ МЕТОДОВ ОБРАБОТКИ ВЕГЕТАТИВНОЙ ЧАСТИ ТОПИНАМБУРА НА ЦЕЛЛЮЛОЗУ А.В. Ускова, М.А. Пикозина рук. - к.т.н., доцент Н.А.Чупрова ГОУ ВПО «Сибирский государственный технологический университет»

г. Красноярск Одним из обязательных способов при переработке растительного сырья является механическая предобработка, заключающаяся в измельчении сырья, что позволяет значительно увеличить поверхность сырья без изменения его химического состава.

Для интенсификации процесса диффузии в пористых телах весьма перспективны механические колебания с частотой порядка несколько сот Герц [1]. Для создания таких колебаний разработаны роторно-пульсационные аппараты. Одним из аппаратов такого действия является дезинтегратор.

В настоящее время в литературе встречается много работ по применению аппаратов гидродинамического размола. Отмечается, что в этих аппаратах происходят процессы подобные тем, которые протекают в дезинтеграторе [1].

При ножевом способе размола имеет место как гидродинамическое, так и механическое воздействие на волокно. Причём соотношение этих воздействий практически не принимается во внимание. B основе работы центробежно пульсационных аппаратов лежит безножевой метод обработки растительных материалов.

Все перечисленные выше физические способы предобработки растительного материала позволяют повысить коэффициент использования сырья.

Оценка влияния предварительной подготовки вегетативной части топинамбура показала, что измельчение топинамбура в установке гидродинамического типа сопровождается извлечением водорастворимых веществ и снижением их содержания в сырье по сравнению с исходным образцом топинамбура.

Известно, что микроскопические грибы рода Trichoderma и Fusarium способны активно участвовать в деструкции лигноцеллюлозных компонентов растительного сырья. Возможность освоения субстрата, степень его трансформации, морфологические параметры роста, интенсивность спорообразования гриба тесно связаны с природой субстрата и степенью его подготовки.

Эффективность биотехнологических процессов переработки зависит от использования трех основных компонентов: целлюлозы, гемицеллюлозы и лигнина.

Деградация этих полимеров в природе осуществляется преимущественно благодаря действию специфических ферментов грибов.

Особый интерес представляет изучение влияния предварительной активации растительного материала на процесс спорообразования гриба и способность его к изменению компонентного состава используемого сырья в зависимости от условий подготовки.

Таким образом, можно отметить, что интенсификация процессов физико химической и микробиологической переработки возможна лишь при тщательном анализе изменений качественного и количественного состава отдельных компонентов сырья.

В настоящей работе изучено влияние физико-химических и микробиологических методов обработки вегетативной части топинамбура на целлюлозу.

Предварительно в исходном сырье было определено содержание углеводов по методикам принятым в химии растительного сырья. Данные представлены в таблице 1.

Таблица 1 - Химический состав вегетативной части топинамбура Наименование Содержание, % от а.с.м.

исходного сырья углеводов полисахаридов Моно и олиго сахариды 21,75 32,26 Легкогидролизуемые полисахариды 8,93 13,24 19, Трудногидролизуемые полисахариды 36,74 54,49 80, Всего полисахаридов 45,67 100 Итого углеводов 67,42 - Как видно из таблицы 1, вегетативная часть топинамбура более чем на 67 % представлена углеводами, причем большая часть падает на долю трудногидролизуемых полисахаридов (около 68 % от углеводов). Содержание полисахаридов в топинамбуре составляет 45,7 %. Трудногидролизуемых полисахаридов в сырье содержится в 4 раза больше чем легкогидролизуемых.

Поскольку полисахариды исследуемого образца представлены на 80 % трудногидролизуемыми, в работе рассматривается влияние предварительной обработки на целлюлозу топинамбура с целью эффективной его переработки [2]. Для этого использовали различные методы предварительной обработки образца:

- размол в дезинтеграторе (образец 1);

- сухой размол на центробежной мельнице с различным градусом помола и различной концентрацией топинамбура (образец 2 -310 ШР, образец 3-350 ШР);

- гидроразмол в аппарате типа «струя преграда» (образец 4-180 ШР, образец 5- 800 ШР, образец 6- 850 ШР).

Из полученных образцов выделяли целлюлозу азотно-спиртовым методом [3].

Физико-химические характеристики получения образцов целлюлозы представлены в таблице 2.

Таблица 2 - Физико-химические характеристики препаратов целлюлозы Топинам Выход Степень Молекулярная Медное Кислотно Степень бур целлюло полимери масса число е число кристалличн зы зации ости 1 32,7 135 21846 12,0 5,5 0, 2 16,2 269 43582 9,0 5,3 0, не 3 14,3 326 52858 8,6 5, определялась не 4* 20,8 181 29368 9,3 5, определялась 5* 30,6 173 28016 10,2 5,5 0, не 6* 29,6 168 27269 10,3 5, определялась Примечание * выход целлюлозы дан на твердый остаток Как видно из таблицы 2, выход препаратов целлюлозы неодинаков. В исходном образце он составил 32,7 %, а в образцах под номером четыре, пять и шесть выход целлюлозы 20,8 %, 30,6 % и 29,6 % соответственно, причем выход целлюлозы дан в расчете на твердый остаток, полученный после гидродинамического размола, который сопровождается частичным извлечением водорастворимых веществ.

Наименьшую степень полимеризации имеет исходный топинамбур после дезинтеграторного размола. При использовании других видов предварительной обработки степень полимеризации изменяется. Так центробежная мельница приводит к увеличению степени полимеризации целлюлозы до 326. Обработка в аппаратах типа «струя-преграда» способствует более глубокой деструкции целлюлозного материала.

Степень полимеризации снижается по сравнению с образцами под номером два и три примерно в 1,8 раза. Данные, определяющие медное число согласуются с молекулярной массой целлюлозы. По-видимому, такой разброс в величинах молекулярной массы связан, прежде всего, с особенностями применяемых методов предварительной подготовки сырья – дезинтеграторный и гидродинамический размол, в результате которого происходит частичная деструкция исследуемых образцов, сопровождающихся изменением физико-химических показателей целлюлозы.

Для оценки влияния предварительной подготовки сырья проводили биодеструкцию топинамбура грибами рода Trichoderma (образец 7-штамм М 99/1 и образец 8- штамм 99/9) и Fusarium(образец 8- штамм П1-07 и образец 10- штамм Е6-0).

Анализ биодеструктированной вегетативной части топинамбура проводили по выше описанной схеме. Характеристика образцов целлюлозы представлена в таблице 3.

Таблица 3 - Физико-химические характеристики препаратов целлюлозы после биодеструкции Топи- Выход Степень Молекуляр Медное Кислотное Степень намбур целлюлозы Полимерии- ная число число кристалличност зации масса и 7 28,4/21,5 21 34587 6,7 3,2 0, 8 29,2/21,8 230 37231 4,5 3,9 0, не определялась 9 25,4/20,32 211 34247 5,0 3, 10 25,8/20,64 250 40471 5,6 3,6 0, исходный 32,7 135 21846 12,0 5,5 0, Как видно из таблицы 3 выход целлюлозы в процессе биодеструкции снижается, по сравнению с исходным образцом. Это говорит о том, что биоконверсия способствует деструкции, по-видимому, аморфной части целлюлозы.

Таким образом, установлено, что степень помола, состав исследуемых образцов и микробиологическая деструкция оказывают существенное влияние на физико химические характеристики препаратов целлюлозы, которые зависят как от вида, так и от штаммов микроорганизмов. Это подтверждается такими показателями как степень полимеризации, молекулярная масса, медное число и степень кристалличности.

Библиографический список:

Химический состав вегетативной части топинамбура и ее использование/Т.В.

1.

Рязянова, Н.А. Чупрова, А.В.Богданов, Ж.В. Шалина, Л.А. Дорофеева//Лесн.журнал. 1997.-№4.-С.71- Оболенская А.В., Ельницкая З.М., Леонович А.А. Лабораторные работы по 2.

химии древесины и целлюлозы: Уч. пособие для вузов. – М.: Экология, 1991. – 320 с.

Чупрова Н.А., Исаева Е.В. Химия древесины и синтетических полимеров:

3.

Методические указания. – Красноярск: КГТА, 1994, - 64 с УДК 62.13. БИОДЕСТРУКЦИЯ ВЕГЕТАТИВНОЙ ЧАСТИ ТОПИНАМБУРА ГРИБАМИ РОДА FUSARIUM И.Г. Климова, М.А. Пикозина рук.- к.т.н., доцент Н.А. Чупрова ГОУ ВПО «Сибирский государственный технологический университет»

г. Красноярск Важнейшими проблемами химической переработки растительного материала на современном этапе развития технологий является увеличение степени использования сырья и защита окружающей среды от токсичных промышленных выбросов. На кафедре химической технологии древесины и биотехнологий СибГТУ проводятся работы по переработке такого нетрадиционного вида сырья, как топинамбур.

Большое содержание углеводов и веществ белковой природы в топинамбуре говорит о возможности его биодеструкции с целью дальнейшего использования в качестве кормового продукта [1]. Биоконверсию топинамбура можно проводить различными микроскопическими грибами, такими как Тrichoderma, Fusarium и др. Эти грибы могут являться потенциальными продуцентами целлюлолитических ферментов [2].

В качестве объекта исследования была выбрана вегетативная часть топинамбура, отобранная в третьей декаде сентября 2009 года. Измельчение вегетативной части топинамбура проводили на установке дезинтеграторного типа ДУ-16 (НПО “Дезинтегратор” г. Таллин), степень помола сырья составила 6 0ШР. В качестве биодеструктора были выбраны штаммы П1-07 Fusarium oxysporum и Е6-0 Fusarium semitectum.

Культивирование грибов рода Fusarium проводили твердофазным методом. Динамика роста штаммов П1-07 и Е6-0 представлена на рисунке Диам етр, м м 0 2 4 6 8 10 12 14 Сутки П1-07 Е6- Рисунок 1 - Динамика роста штаммов П1-07 и Е6- Результаты исследований показывают, что исследуемые штаммы достаточно активно колонизировали вегетативную часть топинамбура на 12-ые и 14-ые сутки. Рост грибов лимитировался только размером чашки Петри.

Продолжительность культивирования штамма П1-07 составила 14 суток, штамма Е6-0 - 12 суток. Ростовой коэффициент, скорость роста и убыль массы рассчитывали на 3, 6, 8, 10, 12 и 14 сутки. По общим данным определяли динамику роста штаммов. Ростовой коэффициент, скорость роста и убыль массы штаммов П1- и Е6-0 представлены в таблице Таблица 1 - Ростовые показатели штаммов П1-07 и Е6- Сутки Ростовой коэффициент, мм2/сут Скорость роста, мм/сут П1-07 Е6-0 П1-07 Е6- 3 11,00 88, 6 66,15 84, 8 27,9,0 95,34 62,00 61, 10 43,20 57, 12 96,43 51, 14 48,00 51, Как видно из таблицы 1, по мере роста грибов на субстрате скорость роста снижается и увеличивается ростовой коэффициент. Однако ростовой коэффициент штамма Е6-0 значительно превышает РК штамма П1-07. Уже на 8 сутки культивирования у штамма Е6-0 РК в 3,4 раза выше, чем у штамма П1-07.

Об эффективности воздействия штаммов П1-07 и Е6-0 на субстрат можно судить по изменению содержания основных компонентов и убыли массы субстрата в результате культивирования. Данные о химическом составе и убыли массы до и после биодеструкции штаммами П1-07 и Е6-0 представлены в таблице 2.

Исходный топинамбур представлен почти на 68 % углеводами и на 31 % экстрактивными веществами.

Как видно из таблицы 2, в процессе культивирования штаммов П1-07 и Е6-0 на вегетативной части топинамбура наблюдается значительное уменьшение массы субстрата от 5,7 до 20,5 % для штамма П1-07 и от 7,5 до 20 % для Е6-0.

Количество веществ, экстрагируемых горячей водой, снижается с 31,36 % в исходном до 23,28 и 24,87 % для штаммов Е6-0 и П1-07 соответственно.

При биодеструкции накапливаются легкогидролизуемые полисахариды.

Максимальное увеличение в 1,9 раза в сравнении с исходным топинамбуром наблюдается на 3-и сутки культивирования штамма П1-07 и в 1,5 раза на 6-е сутки культивирования штамма Е6-0, по-видимому, за счет активного расщепления аморфной части трудногидролизуемых полисахаридов. В дальнейшем легкогидролизуемые полисахариды деструктируются до моно- и олигосахаридов.

Максимальное снижение последних наблюдается на 14-е сутки у штамма П1-07 и на 12-е у штамма Е6-0 и составляет соответственно 11,75 и 10,09 %.

Претерпевают изменения и трудногидролизуемые полисахариды, их количество снижается в 2,07 раза у штамма П1-07 на 14-е сутки и в 1,84 раза у штамма Е6-0 на 12-е сутки.

В процессе исследования было установлено, что биодеструкции одновременно подверглись как углеводная, так и лигниновая часть субстрата. Содержание веществ лигниновой природы в процессе биодеструкции вегетативной части топинамбура также снижается. Причем происходит активное расщепление в 1,4 раза в сравнении с исходным субстратом для обоих штаммов.

Таблица 2 - Химический состав и убыль массы вегетативной части топинамбура до и после биодеструкции грибами рода Fusarium Наименование Содержание, % а.с.с.

компонента Исход- П1-07 Е6- ный 3 сут 8 сут 10 сут 14 сут 6 сут 8 сут 12 сут Минеральные 11,07 10,68 11,10 11,07 11,18 11,14 11,07 11, вещества Водораствори 31,36 18,44 21,36 21,24 24,87 29,81 24,80 23, мые вещества Легкогидроли зуемые 8,93 16,86 14,17 12,52 11,75 13,42 11,75 10, полисахариды Трудногидро лизуемые 36,74 28,38 23,01 19,52 17,77 21,40 21,07 19, полисахариды Сумма 45,67 45,24 37,18 31,92 29,52 34,82 32,82 30, полисахаридов Всего углеводов 67,91 52,44 45,57 41,81 42,92 35,71 34,83 32, Лигниновые 20,30 21,31 18,22 16,80 14,53 18,46 16,30 14, вещества Сырой протеин 9,26 - 14,22 15,02 15,83 11,70 12,40 12, Убыль массы - 5,70 10,48 16,60 20,50 7,5 13,6 В процессе биоконверсии происходит накопление сырого протеина в 2,2 и 1, раза при культивировании штаммов П1-07 и Е6-0 соответственно в сравнении с исходным субстратом. Это позволяет использовать топинамбур как дополнительный источник белка в кормах сельскохозяйственных животных.

Таким образом, результаты исследований показали возможность биодеструкции вегетативной части топинамбура штаммами П1-07 Fusarium oxysporum и Е6-0 Fusarium semitectum.

Библиографический список:

Рязанова, Т. В. Химический состав вегетативной части топинамбура и ее 1.

использование [Текст] / Т.В. Рязанова, Н.А.Чупрова, А.В. Богданов, Ж.В. Шалина, Л.А.

Дорофеева. // Лесн. журн.-1997. - № 4. - С. 71 - 75.

Клесов А. А. Ферментативное превращение целлюлозы. // Итоги науки и 2.

техники. Сер. Биотехнол. М., 1983. Т.1. 150 с.

УДК 61.55. ИЗОМЕРИЗАЦИЯ СУЛЬФАТНОГО СКИПИДАРА НА ПРИРОДНОМ ЦЕОЛИТЕ «САХАПТИН»

С.А. Ильина, О.М. Черкашина рук. - к.т.н., доцент Г.В. Тихомирова ГОУ ВПО «Сибирский государственный технологический университет»

г. Красноярск Скипидар является ценным сырьем для получения монотерпенов и политерпенов. На состав и свойства продуктов каталитической переработки скипидара оказывает влияние на способ проведения процесса.

В данной работе использовалось два способа: жидкофазный и дефлегмационно оросительный.

Сырье - сульфатный скипидар Братского ЛПК. Индивидуальный состав скипидара: - пинен 68,2 %;

камфен 7,0 %;

– пинен 4,2 % и дипентен 8,5 %. По физико-химическим свойствам скипидар соответствовал требованиям ТУ 13-0281078 36-89.

Катализатор - алюмосиликатный природный цеолит «Сахаптин» Назаровского месторождения Красноярского края. Использовалась фракция цеолита 2-3 мм, влажностью 1,5-2,5 %.

Процесс изомеризации скипидара при дефлегмационно-оросительном способе проходит в трехфазной системе: газ, жидкость и твердое тело.

Для увеличения каталитической активности цеолита, катализатор был активирован ортофосфорной кислотой в течение трех часов при комнатной температуре. Концентрация кислоты варьировалась от 20 до 80 %. Цеолит отфильтровывался от кислоты и подвергался естественной сушке в течение суток.

Продолжительность изомеризации скипидара составляла 3 часа при температуре 165 С. Полученный изомеризат разгонялся на две фракции. Первая фракция (монотерпены) отбиралась при температуре до 170 0С. Вторая – нелетучий остаток (жидкие политерпены). Определялся выход фракций и их физико-химические характеристики. Результаты представлены в таблице 1.



Pages:   || 2 | 3 | 4 | 5 |   ...   | 10 |
 





 
© 2013 www.libed.ru - «Бесплатная библиотека научно-практических конференций»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.